牡蛎肽对帕罗西汀致雄性小鼠性功能障碍的作用效果及潜在机制

黄倩倩, 吴海英, 秦小明

黄倩倩, 吴海英, 秦小明. 牡蛎肽对帕罗西汀致雄性小鼠性功能障碍的作用效果及潜在机制[J]. 南方水产科学, 2024, 20(1): 161-172. DOI: 10.12131/20230153
引用本文: 黄倩倩, 吴海英, 秦小明. 牡蛎肽对帕罗西汀致雄性小鼠性功能障碍的作用效果及潜在机制[J]. 南方水产科学, 2024, 20(1): 161-172. DOI: 10.12131/20230153
HUANG Qianqian, WU Haiying, QIN Xiaoming. Effects and potential mechanism of oyster peptide on paroxetine-induced sexual dysfunction in male mice[J]. South China Fisheries Science, 2024, 20(1): 161-172. DOI: 10.12131/20230153
Citation: HUANG Qianqian, WU Haiying, QIN Xiaoming. Effects and potential mechanism of oyster peptide on paroxetine-induced sexual dysfunction in male mice[J]. South China Fisheries Science, 2024, 20(1): 161-172. DOI: 10.12131/20230153

牡蛎肽对帕罗西汀致雄性小鼠性功能障碍的作用效果及潜在机制

基金项目: 国家现代农业产业技术体系 (CARS-49)
详细信息
    作者简介:

    黄倩倩 (1998—),女,硕士研究生,研究方向为贝类活性物质。E-mail: 953025724@qq.com

    通讯作者:

    秦小明 (1964—),男,教授,博士,研究方向为贝类产品加工以及水产品保活运输等。E-mail: qinxm@gdou.edu.cn

  • 中图分类号: TS 254.1

Effects and potential mechanism of oyster peptide on paroxetine-induced sexual dysfunction in male mice

  • 摘要:

    牡蛎肽 (Oyster peptide, OP) 具有多种生物活性,然而,其对男性性功能障碍的作用效果仍知之甚少。以牡蛎肽为研究对象,探讨其对男性性功能障碍的作用效果及其潜在机制。每天灌胃帕罗西汀 (Paroxetine, PRX) 构建雄性小鼠性功能障碍模型,同时灌胃牡蛎肽 (500 mg·kg−1),持续28 d。结果表明:与模型 (PRX) 组小鼠相比,牡蛎肽可显著提高雄性小鼠的性能力 (P<0.05),恢复血清性激素水平 (P<0.01),提高阴茎组织一氧化氮 (NO) 含量 (P<0.01)、环磷酸鸟苷 (cGMP) 含量 (P<0.05), 和一氧化氮合酶 (NOS) 活性 (P<0.05),并降低磷酸二酯酶-5 (PDE-5) 活性 (P<0.01);同时,牡蛎肽可增强睾丸标志性酶活性 (P<0.05) 和抗氧化能力 (P<0.01),改善精子质量。此外,HE染色结果显示:牡蛎肽可恢复小鼠睾丸生精小管内生精细胞的数量与形态,减少生精小管空泡化现象。综上所述,牡蛎肽可有效减缓PRX导致的雄性小鼠性功能障碍,推测其对男性性功能障碍具有潜在的保护作用。

    Abstract:

    Oyster peptide (OP) has various biological activities. However, its effects on male sexual dysfunction is still poorly understood. In this study, we explored its effects and potential mechanism on male sexual dysfunction. Besides, we established a paroxetine (PRX)-induced sexual dysfunction model by gavaging OP (500 mg·kg− 1) in mice for 28 d. The results show that compared with the model (PRX) group, OP could improve the sexual performance of male mice (P<0.05), restored serum sex hormone levels (P<0.01), increased penile tissue nitric oxide (NO) content (P<0.01), cyclic guanosine monophosphate (cGMP) content (P<0.05) and nitric oxide synthase (NOS) activity (P<0.05), and decreased phosphodiesterase-5 (PDE-5) activity (P<0.01). Meanwhile, OP enhanced testicular marker enzymes activities (P<0.05) and antioxidant capacity (P<0.01), and improved sperm quality. In addition, HE staining results show that OP could restore the number and morphology of spermatogenic cells in seminiferous tubules of mice, and reduced the vacuolization of seminiferous tubules. In conclusion, OP can alleviate PRX-induced sexual dysfunction effectively in male mice and has a potential protective effect on male sexual dysfunction.

  • 由于内源性生物钟的存在,生物体在生理、行为和基因表达方面都表现出节律性变化,并且这些生物活动与24 h的光暗周期同步[1]。生物钟系统由三部分组成,首先识别外信号,主要为光信号,信号传输至大脑转为神经信号,从而指挥由生物钟基因和功能蛋白组成的核心振荡器,产生昼夜性分子节律,最后分子节律转换成生理节律和行为节律,调控生物体的睡眠-苏醒循环、体温波动、激素涨落、识别及记忆能力变化等机体活动[2]

    昼夜节律生物钟包括主生物钟和外周生物钟,主生物钟位于中枢部位,外周生物钟位于心脏、肾脏、肝脏骨骼肌等组织细胞内。主生物钟作为中枢昼夜振荡器调节生物体的行为节律,并协调外周组织中振荡器的节律活动。果蝇的中枢生物钟细胞位于下丘脑的外侧神经元中[3]。哺乳动物的核心振荡器位于下丘脑视交叉上核[4],鸟类和部分鱼类的位于松果体内[5-6]。生物钟基因对于各生物体昼夜节律的发生必不可少,其表达决定于转录和翻译过程的分子振荡,并形成自我调节的反馈环路,因而被认为是组成昼夜节律钟机制的核心元件。生物钟基因在许多物种中都是高度保守的,目前研究所知的生物钟基因主要有Clock、Cry1、Cry2、Cry1a、Per1、Per2、Per3、Bmal1、Npas2、Npas4、Timeless等,其中在脊椎动物主生物钟环路中ClockBmal为正调节因子,PerCry为负调节因子。ClockNpas2与Bmal结合形成异质二聚体再与启动子上含E-box反应元件的生物钟基因结合,如PerCry基因家族,激活生物钟基因PerCry的转录,累积的PerCry的蛋白与酪蛋白激酶形成复合体,该复合体磷酸化后可阻断异质二聚体与E-box反应元件结合从而抑制基因转录,形成负反馈转录回路[7]。主生物钟可通过自主神经系统或体液介质调节外周生物钟使外周生物钟与主生物钟同步[8-9],共同维持一个近24 h的震荡节律。

    生物体可以预知光信号的季节性变化并使生命活动与之同步,光周期是调控季节性繁殖动物繁殖的主要环境因素,而光信号作为生物钟系统输入途径最主要的环境信号,对生物钟的调控起到重要作用,主生物钟在接收光信号后会传递至下丘脑,调节下丘脑-垂体-肾上腺轴 (HPA轴) 释放激素,维持昼夜节律性[10]。HPA轴也会以交互抑制的方式影响生物钟系统的活动与节律[11],因此垂体和下丘脑与生物钟调控密不可分。

    花鲈 (Lateolabrax maculatus) 具有适温范围广、适盐性强、肉质鲜美、经济效益高等特点,是中国重要的水产养殖品种。花鲈属短日照季节性繁殖鱼类,研究花鲈长短光照的昼夜节律可以了解其生活习性、繁殖规律等生理活动,从而优化养殖方法,提高经济效益。

    本实验通过对花鲈3种光周期:长光照 (16 h光照8 h黑暗,16L∶8D)、短光照 (8L∶16D) 和12 h光照12 h黑暗 (12L∶12D) 的处理,检测花鲈重要生物钟基因Bmal2、Npas4、Per2、Cry1、Cry2、Cry1aTimeless在垂体和下丘脑中的表达水平,初步探讨了花鲈昼夜生理规律。

    实验花鲈取自中国水产科学研究院南海水产研究所珠海斗门基地。花鲈养殖水温保持在 (26±2) ℃,所用的海水盐度为10,鱼体质量为 (1 450±80) g,养殖池每天更换1/3的海水并定时清除池内的鱼类代谢物及残渣。分为16L∶8D、8L∶16D和12L∶12D 3组,处理时间为2周。2周后采集实验鱼,在实验开始前24 h停止喂食,样品采集在一昼夜内进行,每隔3 h采集1次,9个采集时间点为6:00、9:00、12:00、15:00、18:00、21:00、24:00、次日3:00、次日6:00,分别对应授权时间 (Zeitgeber Time, ZT) ZT0、ZT3、ZT6、ZT9、ZT12、ZT15、ZT18、ZT21、ZT24。在每组中随机挑选体质健康、无损伤的3条鱼进行解剖,取下丘脑和垂体组织样品迅速存放于液氮中,随后转移至−80 ℃冰箱保存备用。

    采用Trizol法提取下丘脑和垂体的总RNA,1%琼脂糖凝胶电泳以检测RNA的完整性,并通过超微量核酸定量分析系统检测RNA纯度和浓度。

    使用TaKaRa公司的PrimeScriptTM RT reagent Kit with gDNA Eraser试剂盒合成cDNA定量模板。第一步反应体积10 µL,反应程序为42 ℃,2 min;第二步反应体积20 µL,反应程序为37 ℃,60 min;85 ℃,5 s;−80 ℃保存备用。

    利用本课题组已构建的花鲈转录组数据库筛选出Bmal2、Npas4、Per2、Cry1、Cry2、Cry1aTimeless的EST序列,通过Beacon Designer 7.0软件设计巢式PCR引物克隆验证基因,使用Beacon Designer 7.0软件设计荧光定量特异性引物 (表1),通过检测定量引物的扩增效率介于95%~105%,内参基因选择花鲈β-actin。

    表  1  荧光定量引物
    Table  1.  Primers for qRT-PCR
    引物名称
    Primer name
    序列 (5'–3')
    Sequence
    qBmal2-F TCTGAAAGTACAGGCGAGCCGTCCCA
    qBmal2-R CAGTGTAAGTCATCAAAGTCCCCAGT
    qPer2-F CCCCACCGTCCTTCAG
    qPer2-R TCCCATTCAGCCGCATTA
    qNpas4-F GTCATCTCCTGTGTCCTCTTGCT
    qNpas4-R ACTTCCACTCCCATCTTTGTG
    qCry1-F GACTGGGCTCTGAATGCTGGAA
    qCry1-R TGCCTGCTGAATACTGCGTGGAG
    qCry1a-F CAAAGCAGTATGGGCAGGT
    qCry1a-R AGTAGAAGAGCCGACAGGAGA
    qCry2-F GTCAATGCTGGCAGTTGGATGTGG
    qCry2-R GGGATGTAACGCCTGATGTATTCT
    qTimeless-F GAAACCAGACAGCCTCACTCCTAC
    qTimeless-R AAAGACTCCGACAACTGAAACCCT
    qβ-actin-F CAACTGGGATGACATGGAGAAG
    qβ-actin-R TTGGCTTTGGGGTTCAGG
    下载: 导出CSV 
    | 显示表格

    使用Roche Light Cycler 480Ⅱ实时定量PCR仪进行qRT-PCR反应,总反应体积为12.5 µL,反应体系为上下引物各0.5 µL、1.5 µL cDNA、6.25 µL SYBRⅡPremix Ex Taq、3.75 µL ddH2O。反应程序为95 ℃,30 s;95 ℃ ,5 s;62 ℃,40 s;42个循环;溶解曲线为95 ℃,1 s;65 ℃,5 s。每个cDNA样本和内部参数均设置3个重复。

    使用2–ΔΔCt法计算目的基因的表达量,结果以“平均值±标准差 ($ \overline X \pm {\rm{SD}}$) ”表示。用SPSS 22.0软件进行单因素方差分析 (One-way ANOVA),时间差异显著性结果表示为P<0.05。用Matlab软件进行余弦分析,拟合余弦方程为f (t) =M+Acos (tπ/12−φ);其中f(t) 是指时间对应的基因表达水平;M为波动变化的中线称为中值;A为振幅;φ为峰值相位,是震荡达到峰值的时刻[12] (表2表3)。

    表  2  花鲈垂体中生物钟基因mRNA表达的昼夜节律性参数
    Table  2.  Circadian rhythmic parameters of clock genes mRNA expressions in pituitary of L. maculatus
    基因
    Gene
    光周期
    Photoperiod
    振幅
    Amplitude
    峰值相位
    Acrophase
    中值
    Mesor
    P
    Bmal2 16L∶8D 0.471
    12L∶12D 0.416
    8L∶16D 0.200
    Naps4 16L∶8D 0.070
    12L∶12D 0.274
    8L∶16D 0.286
    Per2 16L∶8D 41.084 1 −18.890 5 43.894 7 <0.001
    12L∶12D 0.253 6 0.226 6 0.187 7 <0.001
    8L∶16D 0.371 2 −0.366 8 0.452 4 0.001
    Cry1 16L∶8D 0.951 9 9.299 7 1.390 5 <0.001
    12L∶12D 1.314 0 0.420 3 1.455 6 <0.001
    8L∶16D 1.165 7 10.981 0 1.647 0 <0.001
    Cryla 16L∶8D 0.364 2 6.375 6 1.577 3 0.002
    12L∶12D 0.498 9 0.568 9 0.648 5 <0.001
    8L∶16D 0.238 8 −7.008 3 1.027 7 <0.001
    Cry2 16L∶8D 47.911 9 0.018 2 31.143 5 <0.001
    12L∶12D 3.106 3 15.143 0 2.599 7 <0.001
    8L∶16D 29.750 8 −16.533 1 34.491 7 <0.001
    Timeless 16L∶8D 0.354 5 −4.266 8 0.860 5 <0.001
    12L∶12D 3.368 8 −1.157 9 2.785 8 <0.001
    8L∶16D 1.264 4 10.797 5 2.447 2 <0.001
    注:振幅为拟合波形峰值之间距离的一半;中值为周期平均值;峰值为相位周期最高幅度的时间点 (弧度);P为时间点间的差异;后表同此 Note: The amplitude is half of the distance between the peak values of the fitting waveform; the median value is the periodic average value; the peak value is the time point (radian) with the highest amplitude of phase period; P is the difference between time points; the same case in the following table.
    下载: 导出CSV 
    | 显示表格
    表  3  花鲈下丘脑中生物钟基因mRNA表达的昼夜节律性参数
    Table  3.  Circadian rhythmic parameters of clock genes mRNA expressions in hypothalamus of L. maculatus
    基因
    Gene
    处理组
    Photoperiod
    振幅
    Amplitude
    峰值相位
    Acrophase
    中值
    Mesor
    P
    Bmal2 16L∶8D 0.469
    12L∶12D 0.060
    8L∶16D 0.260
    Naps4 16L∶8D 0.762
    12L∶12D 0.166
    8L∶16D 0.095
    Per2 16L∶8D 0.472 1 −8.423 1 0.808 7 0.018
    12L∶12D 2.773 3 −8.478 7 3.971 5 0.001
    8L∶16D 0.896 2 −11.462 8 1.088 0 0.004
    Cry1 16L∶8D 0.436 6 −5.273 3 1.408 4 0.006
    12L∶12D 0.378 3 0.461 1 1.654 0 0.007
    8L∶16D 1.741 5 −0.099 9 1.554 6 <0.001
    Cryla 16L∶8D 0.096 4 −1.274 2 0.876 5 0.047
    12L∶12D 1.000 0 1.436 0 0.000 3 0.017
    8L∶16D 1.038 8 −9.228 1 1.978 6 <0.001
    Cry2 16L∶8D 44.338 7 7.936 4 24.514 2 <0.001
    12L∶12D 2.681 0 8.881 4 4.563 0 <0.001
    8L∶16D 6.819 8 8.026 9 4.909 8 <0.001
    Timeless 16L∶8D 9.888 2 −4.951 6.863 4 <0.001
    12L∶12D 2.955 7 9.236 6 3.071 5 <0.001
    8L∶16D 78.572 9 −6.378 3 45.208 1 <0.001
    下载: 导出CSV 
    | 显示表格

    3种光周期条件下,花鲈垂体内各生物钟基因mRNA表达结果显示Per2、Cry1、Cry1aCry2、Timeless有显著性时间差异 (P<0.05),Bmal2、Npas4的时间差异不显著 (P>0.05)。各生物钟基因在垂体中表达的昼夜节律性参数见表2,余弦分析拟合结果见图1Per2在12L∶12D下有明显节律性,其表达在光亮时达高峰,在光灭时至低谷;在8L∶16D下其节律明显,表达呈先降后升的趋势;在16L∶8D下无明显节律性。Cry1、Cry1aCry2作为同源基因在12L∶12D下均表现出明显节律性,其中Cry1、Cry1a表达在早晨达高峰,傍晚至低谷;Cry2表达呈先升后降的趋势,在ZT9—ZT12达高峰。Cry1在16L∶8D下节律变化为先升后降,在8L∶16D下于ZT6左右达高峰。Cry1a在16L∶8D下无明显节律,与12L∶12D相比,8L∶16D下相位左移,于ZT21左右达高峰。Cry2在16L∶8D和8L∶16D下无明显昼夜节律性。Timeless基因在12L∶12D下表现出明显节律性,表达高峰介于ZT6—ZT9,而在16L∶8D和8L∶16D下未表现出明显昼夜节律性 (图1)。

    图  1  3种光周期下花鲈垂体中生物钟基因mRNA昼夜节律表达的时间模式
    每个点的值代表每个生物钟基因的表达水平,采用“平均值±标准差”表示 (n=3);不同字母表示显著性差异 (P<0.05);虚线表示由余弦分析计算出的基因昼夜节律表达余弦函数,图上方条状图表示光周期,白色代表光照,黑色代表黑暗;后图同此
    Figure  1.  Relative expression of clock genes in pituitary of L. maculatus under three photoperiod conditions
    The values are $ \overline X \pm {\rm{SD}} $ (n=3) of the normalized transcript levels of each clock gene. Different lowercase letters indicate significant difference (P<0.05). The broken line is the periodic sinusoidal function of gene expression in a circadian cycle constructed from the periodicity parameters. The photoperiod regime is represented by composite block above the graph. White and black represent the light and dark phase, respectively; the same case in the following figure.

    3种光周期条件下,花鲈下丘脑内各生物钟基因mRNA表达结果显示Per2、Cry1、Cry1aCry2、Timeless有显著性时间差异 (P<0.05),Bmal2、Npas4的时间差异不显著 (P>0.05)。下丘脑中Per2在3种光周期下的表达趋势相似,但在12L∶12D下昼夜节律表现出明显的昼低夜高的节律性振荡。Cry1在16L∶8D和8L∶16D下表现无节律性,在12L∶12D下先降后升,峰值出现在清晨。Cry1a在16L∶8D与12L∶12D下无明显节律性,在8L∶16D下节律变化为先降后升,于清晨达到高峰。Cry2在3种光周期下表达趋势相似,均在下午达高峰。Timeless在12L∶12D下节律性变化为先升后降,在16L∶8D下表达于凌晨至高峰,在8L∶16D下则无昼夜节律性 (图2)。

    图  2  3种光周期下花鲈下丘脑中生物钟基因mRNA昼夜节律表达的时间模式
    Figure  2.  Relative expression of clock genes in hypothalamus of L. maculatus under three photoperiod conditions

    本实验研究了花鲈在不同光周期条件下生物钟基因在垂体和下丘脑中的表达规律。在12L∶12D条件下,垂体中Per2、Cry1、Cry2、Cry1aTimeless均有明显的昼夜节律震荡,而在下丘脑中Cry1、Cry1a则无明显节律性震荡。Per2、Cry1、Cry2、Cry1aTimeless基因在垂体和下丘脑中的表达高峰数值相近,每个基因在垂体和下丘脑中的表达量相近。12L∶12D条件下垂体中的Per2基因表达在光亮时刻达到高峰,而下丘脑中是在光灭时达到高峰。大西洋鲑 (Salmo salar) 松果体中Per2基因在夜晚达到高峰[13];大菱鲆 (Scophthalmus maximus) 在正常光照下下丘脑中Per2、Cry1的表达为昼高夜低[14];小鼠 (Mus musculus) Per2在视交叉上核表达为昼高夜低,在光灭时刻达高峰[15],与花鲈下丘脑中的表达规律一致。斑马鱼 (Danio rerio) Per2基因在早晨表达量最高,即在光亮时达到高峰[16],与花鲈垂体中的表达规律一致,Per2在垂体和下丘脑中的表达可能并不平行。Cry2在垂体和下丘脑中的昼夜节律变化一致,均呈现昼高夜低的趋势,Cry2在金鱼 (Carassius auratus) 视网膜[17]、大西洋鲑脑[18]和斑马鱼幼体[19]的表达均在黎明达到高峰。Cry1、Cry1a作为同源基因在垂体中表达的昼夜节律规律相似,但两者在下丘脑中的表达无昼夜节律性,这可能是因为生物钟基因的相互调控并不依赖于Cry1、Cry1a在下丘脑中的表达。Timeless是最先发现的两个生物钟基因之一,它对生物节律的影响与Per基因相似,在垂体中Timeless的表达呈现昼高夜低,在下丘脑中光灭时达到高峰,这与斑马鱼胚胎的表达趋势相同。

    不同光周期下基因表达趋势不同,在垂体中,Per2在8L∶16D下与12L∶12D下相比相位发生改变,震荡更强烈,而在16L∶8D下失去昼夜节律性。Cry1的表达,与12L∶12D条件相比,在8L∶16D下到达高峰的时间较晚,而在16L∶8D下达到高峰的时间最晚,但3种周期的震荡高峰都在光亮时间。在小鼠脑中,与短光周期相比,长光周期下Per1升高持续时间更长,在长短光周期中均表现为昼高夜低,Cry1在长短光周期中均表现为昼低夜高[20]。花鲈垂体中Cry1a在16L∶8D下失去节律性,Cry2在8L∶16D、16L∶8D下也失去节律性,Timeless在8L∶16D和16L∶8D下均失去昼夜节律性。同样在大西洋鲑鱼脑中持续的光照会使Per1-likeCry2、clockPer2基因均失去节律性。而在尼罗罗非鱼 (Oreochromis niloticus) 的视顶盖中Per1bCry2a在持续光照下节律趋势不变[21],日本鹌鹑 (Coturnix coturnix japonica) 下丘脑内Per2、Cry1在长短光周期下的节律趋势相似[22],说明不同物种光周期影响基因表达节律的相位、波形和振幅以及它们之间的相位关系。在下丘脑中Per2 在3种光周期下的昼夜节律趋势相同,但8L∶16D、16L∶8D均比12L∶12D下的震荡弱。Cry1在8L∶16D、16L∶8D 下均无明显的昼夜节律,Cry1a在12L∶12D和16L∶8D下均无昼夜节律性,表明下丘脑可能不是Cry1、Cry1a基因发挥作用的主要组织。Cry2在8L∶16D和16L∶8D下昼夜节律趋势基本相同,而12L∶12D与其峰值相位不同。Timeless在16L∶8D下表达高峰在黑暗时间,在12L∶12D下表达高峰在光亮时间且节律震荡更强烈。峰值时间的变化可能意味着不同物种、器官在不同光周期下,生物钟基因表达有不同的响应。

    本研究对3种光周期处理后的花鲈重要生物钟基因Bmal2、Npas4、Per2、Cry1、Cry2、Cry1aTimeless在垂体和下丘脑中的表达水平进行了初步分析,结果表明在正常光照下垂体中Per2、Cry1、Cry2、Cry1aTimeless表现出昼夜节律性,在下丘脑中Per2、Cry2、Cry1、Timeless表现出昼夜节律性,相同基因在垂体和下丘脑两种组织中的昼夜节律不同,因此花鲈垂体和下丘脑可能有自己独立的昼夜节律。在体外,环境信号似乎可以将所有细胞组织昼夜节律设置成相同的相位;但在体内,各种荷尔蒙、神经信号会对节律进行调整,产生组织特有的节律相位[23]。与哺乳动物不同,鱼类细胞可以直接进行光响应,不需要眼睛和松果体,因此在大脑、松果体、心脏、肝脏等组织中都有独立的昼夜节律,他们可以独立通过光响应同步,也可以相互作用[10, 24-25]。本实验中,长光照或短光照均会改变花鲈垂体和下丘脑中昼夜节律震荡强弱,也会改变峰值相位,部分基因在长光照或短光照下会出现失去昼夜节律性的现象。本研究结果可为花鲈生物钟相关研究提供基础资料。

  • 图  1   牡蛎肽相对分子质量分布色谱图

    Figure  1.   Chromatogram of relative molecular mass distribution of oyster peptides

    图  2   牡蛎肽对小鼠交配行为的影响

    注:与空白组相比,*. 差异显著 (P<0.05),**. 差异非常显著 (P<0.01),***. 差异极显著 (P<0.001);与模型组相比,#. 差异显著 (P<0.05);##. 差异非常显著 (P<0.01),###. 差异极其显著 (P<0.001),下同。

    Figure  2.   Effect of oyster peptid on sexual behavior in mice

    Note: Compared with the blank group, *. Significant difference (P<0.05); **. Very significant difference (P<0.01); ***. Extremely significant difference (P<0.001). Compared with the model group, #. Significant difference (P<0.05); ##. Very significant difference (P<0.01); ###. Extremely significant difference (P<0.001). The same case in the following figures.

    图  3   牡蛎肽对血清性激素的影响

    Figure  3.   Effect of oyster peptid on serum sex hormones

    图  4   牡蛎肽对阴茎组织一氧化氮、一氧化氮合酶、环磷酸鸟苷、磷酸二酯酶-5含量或活性的影响

    Figure  4.   Effect of OP on content or activity of NO, NOS, cGMP and PDE5 in penile tissue

    图  5   牡蛎肽对睾丸组织标志性酶的影响

    Figure  5.   Effect of oyster peptid on marker enzymes of testis tissue

    图  6   牡蛎肽对睾丸组织抗氧化能力的影响

    Figure  6.   Effect of oyster peptid on antioxidant capacity of testis tissue

    图  7   睾丸组织病理分析

    注:a. 空白组;b. 模型组;c. 阳性组;d. 牡蛎肽组。

    Figure  7.   Pathological analysis of testicular tissue

    Note: a. Control group; b. PRX group; c. PRX+SDF group; d. PRX+OP group.

    图  8   精子数量与活率

    Figure  8.   Sperm count and motility

    图  9   精子形态分析

    注:a. 空白组;b. 模型组;c. 阳性组;d. 牡蛎肽组。

    Figure  9.   Sperm morphology analysis

    Note: a. Control group; b. PRX group; c. PRX+SDF group; d. PRX+OP peptide group.

    表  1   牡蛎肽游离氨基酸含量分析

    Table  1   Analysis of free amino acid content of oyster peptid

    序号
    No.
    游离氨基酸
    Free amino acid
    质量分数或含量
    Mass fraction or content/%
    1天门冬氨酸 Asp0.39±0.032
    2苏氨酸 Thr0.41±0.031
    3丝氨酸 Ser0.30±0.021
    4谷氨酸 Glu0.86±0.052
    5脯氨酸 Pro0.07±0.015
    6甘氨酸 Pro0.31±0.033
    7丙氨酸 Ala1.26±0.065
    8胱氨酸 Cys0.04±0.000
    9缬氨酸 Val①②③0.57±0.145
    10蛋氨酸 Met②③0.26±0.036
    11异亮氨酸 Ile①②③0.76±0.111
    12亮氨酸 Leu①②③1.68±0.166
    13酪氨酸 Tyr0.96±0.030
    14苯丙氨酸 Phe①②1.13±0.267
    15赖氨酸 Lys2.14±0.248
    16组氨酸 His0.29±0.019
    17精氨酸 Arg2.68±0.142
    氨基酸总量
    Total amino acid, TAA
    14.10
    疏水性氨基酸
    Hydrophobic amino acid, HAA
    5.74
    必需氨基酸
    Essential amino acid, EAA
    6.95
    支链氨基酸
    Branched-chain amino acids, BCAA
    3.01
    EAA/TAA (%)49.29
    BCAA/TAA (%)21.35
    HAA/TAA (%)40.71
    注:n=3;① 必需氨基酸;② 疏水性氨基酸;③ 支链氨基酸。 Note: n=3; ① Essential amino acid; ② Hydrophobic amino acid; ③ A branched-chain amino acid.
    下载: 导出CSV

    表  2   牡蛎肽对脏器系数的影响

    Table  2   Effect of oyster peptid on organ coefficient %

    项目
    Item
    空白组
    CN
    模型组
    PRX
    阳性组
    PRX+SDF
    牡蛎肽组
    PRX+OP
    心脏 Heart 0.599±0.067 0.581±0.072 0.597±0.082 0.622±0.079
    胸腺 Thymus 0.11±0.029 0.104±0.021 0.116±0.46 0.113±0.022
    脾 Lien 0.328±0.023 0.305±0.026 0.335±0.042 0.309±0.041
    肝脏 Liver 5.106±0.586 4.798±0.351 5.004±0.581 5.018±0.306
    肾脏 Ren 1.682±0.117 1.629±0.094 1.638±0.151 1.669±0.069
    肺 Lung 0.657±0.061 0.637±0.048 0.641±0.034 0.652±0.039
    阴茎 Penis 0.120±0.019 0.109±0.026 0.119±0.017 0.119±0.012
    睾丸 Testis 0.759±0.083 0.629±0.061*** 0.699±0.069# 0.685±0.037#
    精囊腺 Seminal vesicle 0.839±0.108 0.574±0.097*** 0.687±0.084# 0.731±0.061###
    下载: 导出CSV
  • [1]

    CHEN L, SHI G R, HUANG D D, et al. Male sexual dysfunction: a review of literature on its pathological mechanisms, potential risk factors, and herbal drug intervention[J]. Biomed Pharmacother, 2019, 112: 108585. doi: 10.1016/j.biopha.2019.01.046

    [2]

    RAHMAN A U, ALAM F, REHMAN Z U, et al. Effects of Mirabilis jalapa L. root extract and sildenafil on paroxetine-induced sexual dysfunction in male rats and characterization of its phytoconstituents by UPLC-MS[J]. S Afr J Bot, 2023, 152: 240-246. doi: 10.1016/j.sajb.2022.12.004

    [3]

    ERDEMIR F, ATILGAN D, FIRAT F, et al. The effect of sertraline, paroxetine, fluoxetine and escitalopram on testicular tissue and oxidative stress parameters in rats[J]. Int Braz J Urol, 2014, 40: 100-108. doi: 10.1590/S1677-5538.IBJU.2014.01.15

    [4]

    NAJAFABADI B T, FARSINEJAD M, SHOKRAEE K, et al. Possible effects of saffron (Crocus sativus) in the treatment of erectile dysfunction: a randomized, double-blind, placebo-controlled trial[J]. J Herb Med, 2022, 32: 100551. doi: 10.1016/j.hermed.2022.100551

    [5]

    FARNIA V, ALIKHANI M, EBRAHIMI A, et al. Ginseng treatment improves the sexual side effects of methadone maintenance treatment[J]. Psychiat Res, 2019, 276: 142-150. doi: 10.1016/j.psychres.2019.05.004

    [6]

    KOLOKO B L, BUSHRA I, WANKEU-NYA M, et al. In vivo effects of Rauvolfia vomitoria (Apocynaceae) ethanolic extract on sexual performance and reproductive activity in male rats[J]. Andrologia, 2020, 52(1): e13414.

    [7]

    LI L, CHEN B B, AN T, et al. BaZiBuShen alleviates altered testicular morphology and spermatogenesis and modulates Sirt6/P53 and Sirt6/NF-κB pathways in aging mice induced by D-galactose and NaNO2[J]. J Ethnopharmacol, 2021, 271: 113810. doi: 10.1016/j.jep.2021.113810

    [8]

    ALLOUH M Z, DARADKA H M, BARBARAWI M M A, et al. Fresh onion juice enhanced copulatory behavior in male rats with and without paroxetine-induced sexual dysfunction[J]. Exp Biol Med, 2014, 239(2): 177-182. doi: 10.1177/1535370213508360

    [9]

    TEIXEIRA T M, BOEFF D D, de OLIVEIRA CARVALHO L, et al. The traditional use of native Brazilian plants for male sexual dysfunction: evidence from ethnomedicinal applications, animal models, and possible mechanisms of action[J]. Biomed Pharmacother, 2023: 116876.

    [10] 郑环宇, 高加龙, 章超桦, 等. 华贵栉孔扇贝肉及其酶解产物对半去势雄性大鼠生殖能力的影响[J]. 南方水产科学, 2021, 17(3): 94-101.
    [11]

    QIONG L, JUN L, JUN Y, et al. The effect of Laminaria japonica polysaccharides on the recovery of the male rat reproductive system and mating function damaged by multiple mini-doses of ionizing radiations[J]. Environ Toxicol Phar, 2011, 31(2): 286-294. doi: 10.1016/j.etap.2010.11.006

    [12]

    IBRAHIM N M, IBRAHIM S R, ASHOUR O H, et al. The effect of red seaweed (Chondrus crispus) on the fertility of male albino rats[J]. Saudi J Biol Sci, 2021, 28(7): 3864-3869. doi: 10.1016/j.sjbs.2021.03.059

    [13]

    JE J G, KIM H S, LEE H G, et al. Low-molecular weight peptides isolated from seahorse (Hippocampus abdominalis) improve vasodilation via inhibition of angiotensin-converting enzyme in vivo and in vitro[J]. Process Biochem, 2020, 95: 30-35. doi: 10.1016/j.procbio.2020.04.016

    [14]

    RYU B M, KIM M J, HIMAYA S W A, et al. Statistical optimization of high temperature/pressure and ultra-wave assisted lysis of Urechis unicinctus for the isolation of active peptide which enhance the erectile function in vitro[J]. Process Biochem, 2014, 49(1): 148-153. doi: 10.1016/j.procbio.2013.09.019

    [15] 张雪妍, 秦小明, 高加龙, 等. 牡蛎酶解工艺优化及其酶解产物对小鼠睾酮分泌的影响[J]. 广东海洋大学学报, 2019, 39(3): 96-102.
    [16] 章超桦. 牡蛎营养特性及功能活性研究进展[J]. 大连海洋大学学报, 2022, 37(5): 719-731.
    [17] 朱国萍, 章超桦, 曹文红, 等. 牡蛎酶解产物对小鼠学习记忆的影响[J]. 广东海洋大学学报, 2021, 41(4): 84-92.
    [18]

    ZHANG C, LV J T, QIN X M, et al. Novel antioxidant peptides from crassostrea hongkongensis improve photo-oxidation in UV-induced HaCaT Cells[J]. Mar Drugs, 2022, 20(2): 100. doi: 10.3390/md20020100

    [19]

    ZHANG Z R, SU G W, ZHOU F B, et al. Alcalase-hydrolyzed oyster (Crassostrea rivularis) meat enhances antioxidant and aphrodisiac activities in normal male mice[J]. Food Res Int, 2019, 120: 178-187. doi: 10.1016/j.foodres.2019.02.033

    [20] 张婷, 秦小明, 章超桦, 等. 牡蛎酶解产物改善睡眠作用效果研究[J]. 大连海洋大学学报, 2021, 36(3): 430-436.
    [21]

    ZHANG W W, WEI Y F, CAO X X, et al. Enzymatic preparation of Crassostrea oyster peptides and their promoting effect on male hormone production[J]. J Ethnopharmacol, 2021, 264: 113382. doi: 10.1016/j.jep.2020.113382

    [22]

    LUO X L, LIU W X, ZHONG H, et al. Synergistic effect of combined oyster peptide and ginseng extracts on anti-exercise-fatigue and promotion of sexual interest activity in male ICR mice[J]. J Funct Foods, 2021, 86: 104700. doi: 10.1016/j.jff.2021.104700

    [23] 黄艳球. 牡蛎肉及其酶解产物对半去势雄性大鼠性功能的影响[D]. 湛江: 广东海洋大学, 2019: 12-19.
    [24]

    ZHANG X Y, PENG Z L, ZHENG H N, et al. The potential protective effect and possible mechanism of peptides from oyster (Crassostrea hongkongensis) hydrolysate on triptolide-induced testis injury in male mice[J]. Mar Drugs, 2021, 19(10): 566. doi: 10.3390/md19100566

    [25]

    ADEMOSUN A O, ADEBAYO A A, OBOH G. Anogeissus leiocarpus attenuates paroxetine-induced erectile dysfunction in male rats via enhanced sexual behavior, nitric oxide level and antioxidant status[J]. Biomed Pharmacother, 2019, 111: 1029-1035. doi: 10.1016/j.biopha.2019.01.022

    [26] 张锴佳, 张雪妍, 秦小明, 等. 香港牡蛎酶解产物对雷公藤甲素诱导雄性小鼠生精障碍的影响[J]. 大连海洋大学学报, 2022, 37(6): 941-948.
    [27]

    KHALID M, ALQARNI M H, WAHAB S, et al. Ameliorative sexual behavior and phosphodiesterase-5 inhibitory effects of Spondias mangifera fruit extract in rodents: in silico, in vitro, and in vivo study[J]. J Clin Sleep Med, 2022, 11(13): 3732. doi: 10.3390/jcm11133732

    [28]

    CANPOLAT S, ULKER N, YARDIMCI A, et al. Irisin ameliorates male sexual dysfunction in paroxetine-treated male rats[J]. Psychoneuroendocrino, 2022, 136: 105597. doi: 10.1016/j.psyneuen.2021.105597

    [29] 方磊, 张瑞雪, 陈亮, 等. 牡蛎肽对TM3细胞性功能的影响[J]. 中国食品学报, 2021, 21(5): 140-147.
    [30]

    HOU Y Q, WU G Y. Nutritionally essential amino acids[J]. Adv Nutr, 2018, 9(6): 849-851. doi: 10.1093/advances/nmy054

    [31] 陈义明, 孙瑞坤, 张帅, 等. 圆舵鲣暗色肉酶解物5 ku组分的抗氧化活性与抗疲劳作用[J]. 广东海洋大学学报, 2017, 37(4): 92-97. doi: 10.3969/j.issn.1673-9159.2017.04.014
    [32] 葛晓鸣, 顾伟, 徐永健. 海马水解蛋白的氨基酸组成与抗氧化能力的关系[J]. 核农学报, 2019, 33(2): 322-329. doi: 10.11869/j.issn.100-8551.2019.02.0322
    [33] 陈悦, 李路, 闫朝阳, 等. 小分子牡蛎多肽对雄性小鼠性功能的影响[J]. 基因组学与应用生物学, 2019, 38(1): 109-116. doi: 10.13417/j.gab.038.000109
    [34]

    SCHULSTER M, BERNIE A M, RAMASAMY R. The role of estradiol in male reproductive function[J]. Asian J Androl, 2016, 18(3): 435. doi: 10.4103/1008-682X.173932

    [35]

    SAIKIA Q, HAZARIKA A, KALITA J C. Isoliquiritigenin ameliorates paroxetine-induced sexual dysfunction in male albino mice[J]. Reprod Toxicol, 2023: 108341.

    [36]

    EL-GAAFARAWI I, HASSAN M, FOUAD G, et al. Toxic effects of paroxetine on sexual and reproductive functions of rats[J]. Egypt J Hosp Med, 2005, 21(1): 16-32. doi: 10.21608/ejhm.2005.18045

    [37]

    YAKUBU M T, JIMOH R O. Carpolobia lutea roots restore sexual arousal and performance in paroxetine-induced sexually impaired male rats[J]. Rev Int Androl, 2014, 12(3): 90-99.

    [38]

    AJIBOYE T O, NURUDEEN Q O, YAKUBU M T. Aphrodisiac effect of aqueous root extract of Lecaniodiscus cupanioides in sexually impaired rats[J]. J Basic Clin Physiol Pharmacol, 2014, 25(2): 241-248.

    [39]

    ZHANG Y F, YANG J Y, MENG X P, et al. L-arginine protects against T-2 toxin-induced male reproductive impairments in mice[J]. Theriogenology, 2019, 126: 249-253. doi: 10.1016/j.theriogenology.2018.12.024

    [40]

    BOLNICK J M, KILBURN B A, BOLNICK A D, et al. Sildenafil stimulates human trophoblast invasion through nitric oxide and guanosine 3', 5'-cyclic monophosphate signaling[J]. Fertil Steril, 2015, 103(6): 1587-1595.e2. doi: 10.1016/j.fertnstert.2015.02.025

    [41]

    DEGIONI A, CAMPOLO F, STEFANINI L, et al. The NO/cGMP/PKG pathway in platelets: the therapeutic potential of PDE5 inhibitors in platelet disorders[J]. J Thromb Haemost, 2022, 20(11): 2465-2474. doi: 10.1111/jth.15844

    [42]

    PACHER P, BECKMAN J S, LIAUDET L. Nitric oxide and peroxynitrite in health and disease[J]. Physiol Rev, 2007, 87(1): 315-424. doi: 10.1152/physrev.00029.2006

    [43]

    YAKUBU M T, JIMOH R O. Aqueous extract of Carpolobia lutea root ameliorates paroxetine-induced anti-androgenic activity in male rats[J]. Middle East Fertil S, 2015, 20(3): 192-197. doi: 10.1016/j.mefs.2014.10.001

    [44]

    OGUNRO O B, YAKUBU M T. Fadogia agrestis (Schweinf. Ex hiern) stem extract restores selected biomolecules of erectile dysfunction in the testicular and penile tissues of paroxetine-treated wistar rats[J]. Reprod Sci, 2023, 30(2): 690-700. doi: 10.1007/s43032-022-01050-6

    [45]

    ADEFEGHA S A, OYELEYE S I, DADA F A, et al. Modulatory effect of quercetin and its glycosylated form on key enzymes and antioxidant status in rats penile tissue of paroxetine-induced erectile dysfunction[J]. Biomed Pharmacother, 2018, 107: 1473-1479. doi: 10.1016/j.biopha.2018.08.128

  • 期刊类型引用(0)

    其他类型引用(1)

图(9)  /  表(2)
计量
  • 文章访问数:  710
  • HTML全文浏览量:  72
  • PDF下载量:  27
  • 被引次数: 1
出版历程
  • 收稿日期:  2023-08-07
  • 修回日期:  2023-09-13
  • 录用日期:  2023-10-17
  • 网络出版日期:  2023-12-17
  • 刊出日期:  2024-02-04

目录

/

返回文章
返回