Research on tolerance of juvenile Siganus oramin to water temperature, salinity and dissolved oxygen
-
摘要:
为研究黄斑蓝子鱼 (Siganus oramin) 幼鱼对养殖环境的耐受力，对体质量为 (3.25±0.83) g的黄斑蓝子鱼幼鱼开展了水温、盐度和溶解氧等环境因子的耐受性实验，同时监测了极限水温和盐度条件下黄斑蓝子鱼幼鱼的耗氧率和呼吸频率变化，以期为黄斑蓝子鱼的养殖生产提供参考。结果显示，黄斑蓝子鱼幼鱼适宜水温为23.0~28.0 ℃，可耐受的水温范围为12.1~32.5 ℃；适宜盐度为8.0‰~59.0‰，可耐受的盐度范围为3.5‰~75.0‰；正常环境下窒息临界点溶解氧质量浓度为 (1.47±0.52) mg·L−1。临近耐受极限的水温和盐度均对黄斑蓝子鱼幼鱼的窒息临界点、窒息点以及极限低氧耐受有较大影响，其中低盐对窒息点的影响最大。研究表明，黄斑蓝子鱼幼鱼对温度和盐度耐受范围较广，但超出适宜范围时耗氧率和呼吸频率均发生显著性变化，出现应激反应；黄斑蓝子鱼幼鱼窒息点高，易缺氧，建议养殖全过程溶解氧质量浓度不低于6 mg·L−1。
Abstract:In order to study the tolerance of juvenile Siganus oramin to cultural environmental factors and provide basic data for the cultivation, we carried out tolerance tests on juvenile S. oramin with body mass (3.25±0.83) g to environment factors such as water temperature, salinity and dissolved oxygen. Besides, we monitored their oxygen consumption rate and respiratory rate under extreme temperature and salinity conditions by hydrostatic respiration chamber methods. The results show that the suitable temperature for juvenile S. oramin ranged from 23.0 to 28.0 ℃, and the tolerance limit temperature ranged from 12.1 to 32.5 ℃; the suitable salinity ranged from 8.0‰ to 59.0‰, and the tolerance limit salinity ranged from 3.5‰ to 75.0‰; the critical point of asphyxiation under normal conditions was (1.47±0.52) mg·L−1. Both temperature and salinity close to the tolerance limit had significant effects on critical point of asphyxiation, asphyxiation point and ultimate hypoxia tolerance of juvenile S. oramin. Low salinity had the greatest effect on critical point of asphyxiation and asphyxiation point, and low temperature had the greatest effect on ultimate hypoxic tolerance value. In conclusion, juvenile S. oramin have a wide range of tolerance to water temperature and salinity, but the oxygen consumption rate and respiration frequency change significantly when they are out of the suitable range, accompanied by strong stress response; juvenile S. oramin have a high asphyxiation point, and are prone to hypoxia, so it is recommended that the dissolved oxygen should be no less than 6 mg·L−1 during the aquaculture process.
-
Keywords:
- Siganus oramin /
- Water temperature /
- Salinity /
- Dissolved oxygen /
- Tolerance
-
美拉德反应 (Maillard reaction, MR)，又称“非酶棕色化反应”，主要是指羰基化合物与氨基化合物之间的复杂反应[1]。该反应不仅给食品带来特殊的色泽与风味，还产生大量抗氧化活性物质，能有效延长食品的货架期[2-3]。目前已有关于氨基酸或多肽与不同种类还原糖的美拉德反应产物的抗氧化活性和特定香料的生产研究，但美拉德反应机制尚未明确[4]。方菲等[5]研究了鲷鱼鳞多肽-木糖的美拉德反应产物的结构与抗氧化活性，表明肽链结构发生变化，形成了新的化合物，反应产物抗氧化活性显著增加，且具有多酚氧化酶抑制活性。
裂壶藻 (Schizochytrium limacinum)，又称裂殖壶菌，属单细胞海洋真菌微藻[6]。裂壶藻富含油脂，占干质量的40%以上，目前已实现工业化生产DHA藻油[7]，且异养发酵培养时绿色环保无污染。然而，裂壶藻经提取不饱和脂肪酸后会产生蛋白质含量高达干质量40%以上的藻渣，目前该藻渣大多被当作动物饲料或肥料使用，造成该蛋白资源高值化利用程度低。本实验以提取油脂后的裂壶藻渣为原料，采用复合蛋白酶对其进行水解，得到裂壶藻酶解物 (S. limacinum hydrolysate, SLH)，加入还原糖对SLH进行美拉德反应修饰，通过单因素实验探究美拉德反应条件对SLH抗氧化活性的影响，再借助超滤、葡聚糖凝胶层析色谱等技术对SLH进行逐级分离纯化，测定不同分子量的美拉德反应产物 (Maillard reaction products, MRPs) 的抗氧化能力，并分析其氨基酸组成，为进一步实现裂壶藻藻渣的高值化和资源再利用提供理论依据和思路。
1. 材料与方法
1.1 材料与试剂
裂壶藻渣购自广东润科生物工程有限公司。1,1-二苯基-2-三硝基苯肼 (DPPH, 美国Sigma公司)。复合蛋白酶、核糖、木糖、阿拉伯糖、葡萄糖、果糖、盐酸、无水乙醇、铁氰化钾、磷酸二氢钠、磷酸氢二钠、三氯乙酸、三氯化铁 (广州齐云生物技术有限公司)。
1.2 仪器与设备
BS224S型电子精密天平 (德国Sartorius公司)；N & DN系列 (LCD) 超声波细胞粉碎机 (宁波新芝生物科技股份有限公司)；THZ-82水浴恒温振荡器 (精达仪器制造有限公司)；UV2550型紫外可见分光光度计 (日本岛津)；SynergyH1型酶标仪 (美国伯腾仪器有限公司)；超纯水系统 (德国Milipore公司)；凝胶层析柱Sephadex G-25 (Φ=1.6 cm×78 cm, 瑞典Pharmacia)；Alpha1-4 型冷冻干燥机 (德国Christ)；Labscale TFF system小型切向流超滤系统 (德国Milipore公司)；AvantiJ26XP型高速离心机 (美国Beckman Coulter)；3K30型高速冷冻离心机 (德国Sigma公司)；AKTA purifier UPC100型蛋白质纯化系统 (美国GE Healthcare)。
1.3 方法
1.3.1 酶解产物的制备
按照高颖等[8]的方法制备SLH。称取一定质量的藻渣于烧杯中，按料水质量比1∶12加入蒸馏水，混匀，超声处理25 min (功率调至70%) 后，将pH调至7.5，按酶总量质量分数0.5%加入复合蛋白酶，于50 ℃水浴锅恒温酶解3 h。酶解完成后，将酶解液置于沸水浴中灭酶10 min，冷却后以10 000 r·min−1离心15 min，冷冻干燥上清液后所得粉末即为SLH。
1.3.2 单因素实验
采用单因素实验分别研究糖种类、糖肽质量比、反应pH、反应温度和反应时间对反应产物的影响，以MRPs褐变程度和抗氧化活性为指标，确定美拉德反应条件；选取核糖、木糖、阿拉伯糖、葡萄糖和果糖作为参与美拉德反应的糖类，反应条件为糖肽质量比1∶1、pH 7.0、反应温度80 ℃、反应时间1 h，探讨单糖的种类对美拉德反应程度及其产物抗氧化活性的影响；以核糖作为美拉德反应修饰物，反应条件为pH 7.0、反应温度80 ℃、反应时间1 h，研究糖肽质量比 (1∶1、2∶1、1∶2) 对美拉德反应程度及其产物抗氧化活性的影响；以核糖作为美拉德反应修饰物，反应条件为糖肽质量比1∶1、反应温度80 ℃、反应时间1 h，研究不同反应pH (4.0、5.0、6.0、7.0、8.0、9.0、10.0) 对美拉德反应程度及其产物抗氧化活性的影响；以核糖作为美拉德反应修饰物，糖肽质量比为1∶1、pH为9.0、反应时间1 h来考察反应温度 (30、40、50、60、70、80、90、100 ℃) 对美拉德反应程度及其产物抗氧化活性的影响；以核糖作为美拉德反应修饰物，糖肽质量比1∶1、pH 9.0、反应温度100 ℃，考察反应时间 (1、2、4、6、8 h) 对美拉德反应程度和抗氧化能力的影响。
1.3.3 MRPs褐变程度的测定
美拉德反应的中间产物随反应的进行不断增加，使溶液颜色逐渐变深。将样品稀释至25~250倍，测定产物在294和420 nm处的吸光值来表示美拉德反应的程度[4]。
1.3.4 DPPH自由基清除能力
参照Zhang等[9]的测定方法加以修改。预实验以确定样品需要稀释的倍数。取0.5 mL样液于10 mL离心管中，再加入0.5 mL 2×10−4 mol·L−1的DPPH乙醇溶液，混匀后室温避光20 min，以10 000 r·min−1离心10 min，用酶标仪测定517 nm处的吸光度。DPPH自由基清除能力的计算公式为：
$$ {\rm{DPPH}}{\text{清除率}}=\left( {1-\frac{{A}_{i}-{A}_{j}}{{A}_{0}}} \right)\times 100{\text{%}} $$ (1) 式中Ai为样液与DPPH溶液混合后的吸光值；Aj为样液与乙醇混合后的吸光值；A0为不含样液的DPPH溶液的吸光值。
1.3.5 还原力
参照李瑞杰等[10]的测定方法并略作修改。取1 mL待测样液于10 mL离心管中，分别加入1 mL 0.2 mol·L−1的磷酸盐缓冲液 (pH 6.6)，1 mL质量分数1%的铁氰化钾溶液，振荡混匀后于50 ℃水浴保温20 min。取出，加入1 mL质量分数10%三氯乙酸，振荡混匀后以10 000 r·mim−1离心10 min。取1 mL上清液，加入1 mL去离子水和0.2 mL质量分数0.1%的氯化铁溶液，振荡混匀后于50 ℃保温10 min，溶液体系变为蓝色，用酶标仪于700 nm处测定吸光度。以去离子水代替样品作空白对照。
1.3.6 超滤分离
将SLH依次通过截留分子量为50、10、5 kD的超滤膜，收集过完膜的组分，得到分子量为50 kD以下、10 kD以下及5 kD以下的多肽，经冷冻干燥后于−20 ℃备用。分别比较<5 kD (SLH-1)、<10 kD (SLH-2)、<50 kD (SLH-3) 组在美拉德反应前后的DPPH自由基清除能力及还原力。其中测量DPPH清除能力所用样品质量浓度为5 mg·mL−1，还原力所用样品质量浓度为2 mg·mL−1。
1.3.7 Sephadex G-25纯化
选取SLH-1组通过Sephadex G-25凝胶柱 (Φ=1.6 cm×78 cm) 纯化，将收集到的各峰冷冻干燥，得到不同分子量的多肽，将各个峰组分进行美拉德反应，对其产物DPPH自由基清除率和还原力大小进行测定。其中测量DPPH清除能力所用样品质量浓度为5 mg·mL−1，还原力所用样品质量浓度为2 mg·mL−1。
1.3.8 氨基酸组成分析
参考国标GB 5009.124—2016进行。
2. 结果与分析
2.1 单因素实验
2.1.1 糖种类
在美拉德反应初期，氨羰缩合会产生酮、醛等无色小分子物质，这些小分子在294 nm处会有吸收，吸光值越大，中间产物越多；而美拉德反应最终产物——类黑精在420 nm检测有吸收值，吸光值越大，褐变程度越高[11]。褐变程度用来评价美拉德反应的程度。SLH与核糖的美拉德反应中间产物和终产物的含量最多，与葡萄糖、果糖反应得到的产物含量较少 (图1-a)。SLH与核糖的美拉德反应产物的抗氧化活性高于其他糖类，其还原力 (5 mg·mL−1) 和DPPH自由基清除率 (12.5 mg·mL−1) 分别为1.39和86.73% (图2-a)。还原糖的开链程度对美拉德反应进程和速率起着重要作用[12]。上述结果表明，核糖可能更易于裂解参与美拉德反应，生成更多的类黑精，增加褐变程度，从而产物抗氧化能力较高。这与其他研究结果[13-15]一致。因此，选用核糖作为与SLH进行美拉德反应的糖类。
![]()
图 1 裂壶藻酶解物与不同糖、糖肽质量比、反应pH、反应温度和反应时间对美拉德反应产物吸光值的影响Figure 1. Effect of SLH and different sugars, mass ratio of sugar to peptide, reaction pH, reaction temperature and reaction time on absorbance of Maillard reaction products![]()
图 2 裂壶藻酶解物与不同糖、糖肽质量比、反应pH、反应温度和反应时间对美拉德反应产物其还原力与1,1-二苯基-2-三硝基苯肼自由基清除率的影响Figure 2. Effect of SLH and different sugars, mass ratio of sugar to peptide, reaction pH, reaction temperature and reaction time on reducing power activity and DPPH free radical scavenging rate of Maillard reaction products2.1.2 糖肽质量比
随着糖肽质量比的增加，SLH发生美拉德反应的程度和抗氧化活性均先增加后下降。糖肽质量比为1∶1时，在294和420 nm处吸光值达到最高值 (图1-b)，表明美拉德反应最强烈，此时产物的还原力为1.35，DPPH自由基清除率为86.59% (图2-b)。反应底物的用量不同会影响美拉德反应进程，适当的糖肽用量比例可以减少副反应的发生。核糖分子与SLH之间的有效碰撞随核糖浓度的升高而增加，促进美拉德反应进行。然而，随着比例继续升高，核糖分子与多肽分子会受到空间阻碍，影响了美拉德反应进程，导致各项指标降低[16]。周冬香等[17]控制L-赖氨酸与还原糖质量比分别为1∶1、2∶1和1∶2，测得质量比为1∶1的美拉德反应产物的DPPH自由基清除效果相对最好。因此，美拉德反应时，核糖与SLH的质量比为1∶1较为适宜。
2.1.3 反应pH
美拉德产物的吸光值随着pH递增而逐渐上升，当pH>9时变化趋于平缓 (图1-c)。美拉德产物的抗氧化活性随着pH的增加而增强，反应pH为10.0时还原力和DPPH自由基清除率较高 (图2-c)，说明pH为10.0时有利于美拉德反应的发生。这可能是由于氨基在酸性条件下以-NH3 +的存在阻碍了羰氨缩合，影响美拉德反应；而在碱性条件下，氨基态氮被游离出来参与反应，pH越高，越有利于美拉德反应[18]。这与康乐和宋焕禄[19]及胡礼等[20]的研究结果一致。由于pH 9.0同pH 10.0的各项指标无显著差异 (P<0.05)，因此选择反应 pH为9.0较为适宜。
2.1.4 反应温度
反应温度对美拉德反应产物的抗氧化性影响较大，随着温度的升高，美拉德反应产物的吸光值增大，反应越来越强烈，100 ℃时产物在294和420 nm的吸光值分别为0.866、0.995 (图1-d)。随着温度的升高，美拉德反应产物的抗氧化活性增强，温度到达100 ℃时，还原力达1.17，DPPH清除率为88.02% (图2-d)，表明高温有利于SLH进行美拉德反应且促进其抗氧化活性。这可能是温度的升高带来了焦糖化和美拉德反应速率的增加，使得褐变程度加深，同时也导致了肽的降解和交联发生[21]。杨璐等[22]在羊骨胶原肽与还原糖的美拉德反应体系中也发现在一定温度范围内，提升温度可使反应产物的抗氧化能力提高。因此在常压条件下，选取反应温度100 ℃较为合适。
2.1.5 反应时间
随着反应时间的延长，美拉德反应产物在294和420 nm的吸光值逐渐增加，当反应时间达6 h后吸光值变化缓慢 (图1-e)。产物的抗氧化活性随反应时间的增加而逐渐增强，反应6 h时其还原力和DPPH清除率分别为1.24 (5 mg·mL−1) 和88.62% (12.5 mg·mL−1)，继续延长反应时间其抗氧化活性变化不显著 (图2-e)。这可能是由于SLH与核糖反应产生了大量具有还原性的酮类物质，因此随着时间的延长，其反应程度、还原力及清除DPPH自由基的能力迅速提升。当达到一定时间之后反应完全，继续增加反应时间，其反应程度、还原力及清除DPPH自由基的能力不再有太大的变化[23-24]。故选择反应时间为6 h较为合适。
综上，美拉德反应的最佳条件确定为：SLH与核糖质量比为1∶1，反应pH为9.0，反应温度为100 ℃，反应时间为6 h，在此条件下的美拉德反应产物具有较好的抗氧化活性。
2.2 超滤分离
分别比较其超滤组SLH-1 (<5 kD)、SLH-2 (<10 kD)、SLH-3 (<50 kD) 在美拉德反应前后的抗氧化活性。不同分子量的各组分及其MRPs之间的抗氧化活性存在显著性差异 (P<0.05，图3-a)，其中SLH-1组及其MRPs的抗氧化活性均高于其他组。SLH-1组的美拉德反应前的还原力为0.561，DPPH自由基清除率为71.01%，其经过美拉德反应后的还原力为0.591，DPPH自由基清除率为74.81%。分析可知，裂壶藻不同分子量多肽均具有一定的抗氧化能力，小分子量的肽能更易在生物体内运转，可更有效地通过细胞膜，清除自由基，抗氧化能力更高[25]，此结论与王传幸和李国英[26]及徐浩等[27]的结果一致；美拉德反应能够提高多肽抗氧化活性，尤指低分子量多肽易于和还原糖结合[28]，与韩佳润等[29]对虾夷扇贝 (Patinopecten yessoensis) 生殖腺酶解物与核糖反应生成的MRPs的抗氧化实验的结论相似。为了获得更好的分离效果，本实验对SLH-1组继续分离纯化。
![]()
图 3 不同超滤组分和Sephadex G-25凝胶柱层析组分的美拉德反应产物还原力和1,1-二苯基-2-三硝基苯肼自由基清除率Figure 3. Comparison of reducing power activity and DPPH free radical scavenging rate of Maillard reaction products prepared by different ultrafiltration fractions and Sephadex G-25 gel column separated fraction2.3 Sephadex G-25分离
SLH-1组经葡聚糖凝胶分离出4个分离峰，分别记为SLH-1-I、SLH-1-II、SLH-1-III、SLH-1-IV (图4)。根据凝胶层析法原理可知组分SLH-1-I的分子量较大，SLH-1-IV的较小[30]。SLH-1-I组的抗氧化活性远高于其他3组，其对DPPH自由基的清除率为78.95%，还原力为0.715 (图3-b)。SLH-1-IV的抗氧化活性较差，其对 DPPH自由基的清除率为3.84%，还原力为0.198。经美拉德反应后，4个分离组的美拉德反应产物的抗氧化活性在一定程度上得到提升，其中SLH-1-I组的MRPs抗氧化活性最好，其对DPPH自由基的清除率达79.41%，还原力为0.741。肽的抗氧化活性与其分子量分布和氨基酸组成有关[31-32]，一般认为小分子肽的抗氧化活性要高于大分子多肽或蛋白质，但Yu等[31]发现分子量较大的大豆多肽 (1~3 kD) 抗氧化活性较高，与本结果一致。同时美拉德反应的修饰提高了抗氧化性，可能是在加热过程中生成呋喃、还原酮、吡嗪等中间产物参与反应增强了其活性。
2.4 氨基酸组成分析
裂壶藻蛋白肽经美拉德反应修饰时主要是氨基酸参与反应，这可能会导致氨基酸组成发生较大变化，通过比较美拉德反应前后的氨基酸组成可以反映出各种氨基酸参与美拉德反应的程度[33-34]。美拉德反应会导致裂壶藻蛋白肽中的酪氨酸 (Tyr)、赖氨酸 (Lys)、组氨酸 (His)、精氨酸 (Arg)、色氨酸 (Trp) 等氨基酸含量显著降低 (P<0.05，表1)，其中Arg和Lys含量降幅最大，分别减少了71.88%和70.56%，表明Arg和Lys是参与美拉德反应的主要氨基酸，这极有可能是因为在反应过程中，与核糖或其降解产物之间的相互作用 (交联) 大量消耗了体系中的氨基酸[21]。从美拉德反应前后的必需氨基酸含量来看，其含量由反应前的34.97%变为反应后的33.09%，变化不显著 (P>0.05)，表明美拉德反应并未明显降低裂壶藻蛋白肽的营养价值。
表 1 美拉德反应前后的氨基酸含量比较Table 1. Comparison of amino acid content before and after Maillard reaction氨基酸种类
Amino acid type含量 Content/% 美拉德反应前
Before Maillard reaction美拉德反应后
After Maillard reaction天冬氨酸 Asp 10.46±0.61 11.74±0.54 苏氨酸* Thr 5.12±0.30 5.77±0.38 丝氨酸 Ser 4.70±0.21 4.78±0.33 谷氨酸 Glu 20.18±2.13 24.07±2.69 脯氨酸 Pro 4.32±0.20 6.17±0.39 甘氨酸 Gly 6.22 ±0.31 6.76±0.27 丙氨酸 Ala 8.64±0.42 8.75±0.33 缬氨酸* Val 5.82±0.36 6.76±0.41 蛋氨酸* Met 2.33±0.24 2.19±0.17 异亮氨酸* Ile 4.24±0.23 4.78±0.37 亮氨酸* Leu 7.08±0.44 6.96±0.30 酪氨酸 Try 3.30±0.28 1.83±0.10 苯丙氨酸* Phe 4.21±0.32 4.78±0.29 赖氨酸* Lys 4.45±0.25 1.31±0.08 组氨酸 His 1.82±0.09 1.29±0.06 精氨酸 Arg 5.37±0.36 1.51±0.11 色氨酸* Trp 1.72±0.16 0.54±0.04 必需氨基酸
Essential amino acids34.97±2.31 33.09±2.05 注：*. 必需氨基酸Note: *. Essential amino acids 3. 结论
本研究采用单因素实验分别考察了还原糖种类、糖肽质量比、pH、反应温度和反应时间对SLH发生美拉德反应的影响。研究表明当参与反应的糖为核糖、糖肽质量比为1∶1、pH为9、反应温度为100 ℃、反应时间为6 h时，MRPs生成量较多，其还原力和DPPH清除率分别为1.24 (5 mg·mL−1) 和88.62% (12.5 mg·mL−1)。此外，采用超滤与葡聚糖凝胶柱对SLH-1超滤组进行分离纯化后发现SLH-1-I组的抗氧化活性最好，且该组的MRPs抗氧化活性也最高，其还原力 (2 mg·mL−1) 为0.741、DPPH自由基清除率 (5 mg·mL−1) 为79.41%。由于在美拉德反应过程中会产生呋喃、噻唑和噻吩等杂环类挥发性物质，SLH-1-I组的电子转移能力 (DPPH自由基清除活性) 和还原铁氰化钾的能力 (还原力) 均得到了提升。对比美拉德反应前后的氨基酸含量发现，美拉德反应导致了裂壶藻蛋白肽中的Tyr、Lys、His、Arg、Trp等氨基酸的含量降低，但对其必需氨基酸总含量的影响不大，未明显降低其营养价值。本研究结果可为裂壶藻渣蛋白资源的高值化利用以及抗氧化产品的开发提供一定参考。
-
![]()
图 1 不同海水温度对黄斑蓝子鱼幼鱼耗氧率的影响
注：同一指标下，凡含一个相同字母者表示组间无显著性差异 (P>0.05)。后图同此。
Figure 1. Effect of different seawater temperatures on oxygen consumption rate of juvenile S. oramin
Note: For the same indexes, those with the same letters represent no significant differences between groups (P>0.05). The same case in following figures.
![]()
图 2 不同海水盐度对黄斑蓝子鱼幼鱼耗氧率的影响
Figure 2. Effect of different seawater salinities on oxygen consumption rate of juvenile S. oramin
![]()
图 3 不同海水温度对黄斑蓝子鱼幼鱼呼吸频率的影响
Figure 3. Effect of different seawater temperatures on respiratory frequency of juvenile S. oramin
![]()
图 4 不同海水盐度对黄斑蓝子鱼幼鱼呼吸频率的影响
Figure 4. Effect of different seawater salinities on respiratory frequency of juvenile S. oramin
表 1 黄斑蓝子鱼幼鱼水温耐受能力实验结果
Table 1 Results of water temperature tolerance test of juvenile S. oramin
实验组
Experimental group水温Water temperature/℃ 幼鱼死亡率 Motality of juvenile S. oramin/% A组Group A B组 Group B C组 Group C 耐高温实验
High temperature tolerance test38.5 100 100 100 37.5 80 70 90 36.6 30 50 70 32.5~33.0 10 10 20 31.0~32.0 0 (活动突然加快) 29.0~31.0 0 (背鳍和腹鳍张开) 23.0~28.0 0 (活动正常) 0 (活动正常) 0 (活动正常) 对照 Control 22.0 0 (活动正常) 0 (活动正常) 0 (活动正常) 耐低温实验
Low temperature tolerance test18.0 0 (体色变深) 16.0 0 (活动减少、静卧底部) 14.0 0 (活动突然加剧、部分浮头) 12.1 10 0 20 11.5 20 50 40 11.0 100 100 100 
下载: 导出CSV
表 2 黄斑蓝子鱼幼鱼盐度耐受能力实验结果
Table 2 Results of salinity tolerance test of juvenile S. oramin
实验组
Experimental group盐度Salinity/‰ 幼鱼死亡率 Motality of juvenile S. oramin/% A组 Group A B组 Group B C组 Group C 耐高盐实验
High salinity tolerance test77.5 100 — 100 77.0 80 — 90 76.5 60 100 80 76.0 50 70 60 75.0 0 (出现侧翻) 10 0 (出现侧翻) 72.0 0 (活动突然加快) 60.0 0 (活动减弱) 30.0~59.0 0 (活动正常) 对照 Control 30.0 0 (活动正常) 耐低盐实验
Low salinity tolerance test8.0~30.0 0 (活动正常) 7.5 0 (出现侧翻) 0 (出现侧翻) 0 (活动正常) 3.5 10 10 0 (活动正常) 0.08 (0.5 h) 20 20 20 0.08 (1.0 h) 30 40 50 0.08 (1.5 h ) 50 80 70 0.08 (2.0 h) 70 100 100 0.08 (2.5 h ) 100 — —
下载: 导出CSV
表 3 不同水温与盐度对黄斑蓝子鱼幼鱼低溶解氧耐受能力的影响
Table 3 Effects of different temperature and salinity on tolerance to low dissolved oxygen of juvenile S. oramin
实验环境
Experimental environment正常
Normal
(22 ℃, 30‰)高温
High temperature
(31 ℃, 30‰)低温
Low temperature
(15 ℃, 30‰)高盐
High salinity
(22 ℃, 70‰)低盐
Low salinity
(22 ℃, 8‰)初始溶解氧
Initial dissolved oxygen
(DO0)/(mg·L−1)4.12±0.01 5.37±0.22 5.95±0.33 4.86±0.15 6.47±0.18 窒息临界点
Suffocation critical point/(mg·L−1)3.07±0.16 2.19±0.77 4.75±0.48 3.99±0.82 5.57±0.73 半数致死值/窒息点
LC50/Suffocation point (DO50)/(mg·L−1)2.18±0.29 1.83±0.13 4.05±0.26 2.55±0.18 4.38±0.35 极限溶解氧耐受值
Limit dissolved oxygen tolerance value
(DO100)/(mg·L−1)0.95±0.08 0.87±0.04 3.32±0.29 1.68±0.26 3.28±0.25
下载: 导出CSV
-
[1] 马强. 中国海蓝子鱼科Family Siganidae分类和动物地理学特点[D]. 青岛: 中国科学院研究生院 (海洋研究所), 2006: 78-80. [2] 吕旭宁, 蒋增杰, 方建光, 等. 黄斑蓝子鱼 (Siganus oramin) 对北方养殖网箱网衣附着藻类的生物清除作用[J]. 渔业科学进展, 2017, 38(5): 50-56. [3] 冯广朋, 章龙珍, 庄平, 等. 海水网箱养殖长鳍蓝子鱼的摄食与生长特性[J]. 海洋渔业, 2008(1): 37-42. [4] 江飚. 黄斑蓝子鱼对刺激隐核虫感染的抗病生物学特性研究[D]. 广州: 中山大学, 2019: 92-93. [5] 张邦杰, 梁仁杰, 毛大宁, 等. 黄斑蓝子鱼的池塘驯养及有关生物学初探[J]. 现代渔业信息, 1999, 14(4): 11-16. [6] 黄小林, 李涛, 林黑着, 等. 网箱养殖黄斑篮子鱼胚胎发育观察[J]. 南方水产科学, 2018, 14(2): 96-101. [7] 黄小林, 杨育凯, 李涛, 等. 黄斑蓝子鱼仔、稚、幼鱼形态观察与生长研究[J]. 南方水产科学, 2018, 14(5): 88-94. [8] 赵峰, 庄平, 章龙珍, 等. 篮子鱼繁殖生物学研究进展[J]. 海洋渔业, 2007, 29(4): 365-370. [9] SU E X, WU Y J, CHEN P B, et al. Dietary selenium regulates the diversity and stability of microbial communities in stomach and intestine of rabbitfish (Siganus oramin)[J]. Aquaculture, 2023, 563(Pt.2): 738979.
[10] XU Y, LI J, HAN X F, et al. Enteromorpha prolifera diet drives intestinal microbiome composition in Siganus oramin[J]. Curr Microbiol, 2021, 78: 229-237. doi: 10.1007/s00284-020-02218-6
[11] 游翠红, 李茜, 王树启, 等. 石莼饲料中添加非淀粉多糖酶对黄斑蓝子鱼 (Siganus canaliculatus) 生长以及肌肉营养成分的影响[J]. 渔业科学进展, 2014, 35(5): 46-54. [12] HUANG Y X, HAN X, PENG H, et al. Analysis of inhibition mechanisms of Streptococcus agalactiae by Siganus oramin L-amino acid oxidase[J]. Aquac Res, 2022, 53(17): 6205-6218. doi: 10.1111/are.16093
[13] 徐树德, 刘雪兵, 王树启, 等. 不同类型饲料对黄斑篮子鱼幼鱼生长及肌肉蛋白质和脂肪酸组成的影响[J]. 海洋渔业, 2014, 36(6): 529-535. [14] 杨育凯, 黄小林, 林黑着, 等. 黄斑蓝子鱼幼鱼适宜投喂频率的研究[J]. 动物营养学报, 2020, 32(4): 1809-1816. [15] 曹晓聪, 黄小林, 孙莘溢, 等. 丁香酚对黄斑蓝子鱼幼鱼麻醉效果的研究[J]. 南方水产科学, 2019, 15(3): 50-56. [16] 梁前才, 车南青. 长鳍篮子鱼池塘养殖技术[J]. 中国水产, 2018(2): 83-84. [17] 黄小林, 李文俊, 林黑着, 等. 基于线粒体DNA D-loop序列的黄斑蓝子鱼群体遗传多样性分析[J]. 热带海洋学报, 2018, 37(4): 45-51. [18] 章龙珍, 杨金海, 刘鉴毅, 等. 温度、盐度、 pH和麻醉剂对长鳍蓝子鱼幼鱼耗氧率的影响[J]. 生态学杂志, 2009, 28(8): 1494-1498. [19] 滕爽爽, 宋呈锴, 林兴管, 等. 盐度变化对黄斑蓝子鱼存活率、耗氧率和排氨率的影响[J]. 水产养殖, 2018, 39(10): 42-46. [20] 龙华. 温度对鱼类生存的影响[J]. 中山大学学报 (自然科学版), 2005(S1): 254-257. [21] 冉凤霞, 金文杰, 黄屾, 等. 盐度变化对鱼类影响的研究进展[J]. 西北农林科技大学学报 (自然科学版), 2020, 48(8): 10-18. [22] 徐贺, 陈秀梅, 王桂芹, 等. 低氧胁迫在水产养殖中的研究进展[J]. 饲料工业, 2016, 37(2): 33-37. [23] 王贵宁, 李兵, 罗蕾, 等. 温度及盐度对卵形鲳鲹仔鱼存活和发育的影响[J]. 上海海洋大学学报, 2011, 20(6): 831-837. [24] 林国文. 珍珠龙胆石斑鱼对水温、盐度和溶解氧的耐受研究[J]. 水产养殖, 2020, 41(9): 29-32. [25] 曾荣林, 谢仰杰, 王志勇, 等. 大黄鱼幼鱼对低盐度的耐受性研究[J]. 集美大学学报 (自然科学版), 2013, 18(3): 167-171. [26] 王妤, 宋志明, 刘鉴毅, 等. 点篮子鱼幼鱼的热耐受特征[J]. 海洋渔业, 2015, 37(3): 253-258. [27] 王云峰, 朱鑫华. 盐度对鱼类生态生理学特征的影响[J]. 海洋科学集刊, 2002(44): 151-158. [28] 章龙珍, 罗集光, 赵峰, 等. 盐度对点蓝子鱼血清渗透压、离子含量及鳃丝Na+/K+-ATP酶活力的影响[J]. 海洋渔业, 2015, 37(5): 449-456. [29] 郑春波, 王海涛, 王浩, 等. 利用温泉水低盐度驯养及越冬大规格点蓝子鱼苗种试验[J]. 水产养殖, 2017, 38(11): 6-9. [30] 宋超, 章龙珍, 刘鉴毅, 等. 池塘低盐养殖点蓝子鱼肌肉营养成分的分析与评价[J]. 海洋渔业, 2012, 34(4): 444-450. [31] 谢帝芝, 徐树德, 陈芳, 等. 黄斑蓝子鱼LC-PUFA合成代谢与渗透压调节的关系研究[J]. 中国水产科学, 2015, 22(5): 950-959. [32] 王嘉伟. 大菱鲆低氧耐受能力及生理指标变化研究[D]. 上海: 上海海洋大学, 2021: 3-5. [33] 宋萍. 溶解氧及其对水产养殖的意义(上)[J]. 科学养鱼, 2013(1): 90. [34] 张学舒, 王英. 大黄鱼鱼苗耗氧率和窒息点的研究[J]. 经济动物学报, 2007(3): 148-152, 158. [35] 杨祯, 杨旭, 高铭鸿, 等. 温度对黄带拟鲹耗氧率、排氨率及窒息点的影响[J]. 河北渔业, 2021(7): 1-4, 28. [36] 蔡磊, 白俊杰, 李胜杰, 等. 大口黑鲈幼鱼低温耐受、耗氧率和窒息点研究[J]. 上海海洋大学学报, 2012, 21(6): 971-975. [37] 杨婧曦. 赤点石斑鱼苗种耗氧率与窒息点的初步研究[J]. 海洋湖沼通报, 2021, 43(3): 92-97. [38] 张善发, 董宏标, 王茜, 等. 温度对驼背鲈幼鱼生长、耗氧和热耐受性的影响[J]. 大连海洋大学学报, 2021, 36(1): 74-79. [39] 蒋飞, 徐嘉波, 施永海. 养殖水温对金钱鱼幼鱼耗氧率、排氨率和窒息点的影响[J]. 西北农林科技大学学报 (自然科学版), 2022, 50(1): 36-42, 51. [40] 于燕光, 逯云召, 薄其康, 等. 不同温度对大泷六线鱼幼鱼耗氧率和窒息点的影响[J]. 河北渔业, 2020(10): 20-23. [41] 陈世喜, 王鹏飞, 区又君, 等. 急性和慢性低氧胁迫对卵形鲳鲹鳃器官的影响[J]. 南方水产科学, 2017, 13(1): 124-130. [42] 陈婉情, 吴洪喜, 吴亮, 等. 5种海水养殖鱼类幼鱼的耗氧率及窒息点[J]. 海洋学研究, 2015, 33(2): 76-81. [43] 张涛, 平洪领, 史会来, 等. 不同盐度梯度和规格体重对横带髭鲷 (Hapalogenys mucronatus) 幼鱼耗氧率 (RO) 及排氨率 (RN) 的影响[J]. 海洋与湖沼, 2023, 54(2): 566-572. [44] 沈旭明, 赵清良. 温度、溶解氧对暗纹东方鲀幼鱼呼吸频率的影响[J]. 生态学杂志, 2001(4): 13-15. [45] 陈松波, 范兆廷, 陈伟兴. 不同温度下鲤鱼呼吸频率与耗氧率的关系[J]. 东北农业大学学报, 2006(3): 352-356. [46] SZYPER J P, LUTNESKY M M F. 温度和含盐量对鲯鳅幼鱼呼吸频率和行为的影响[J]. 江西水产科技, 1999(4): 37-42. [47] 陈小江, 左华丽, 李伟, 等. 四川华吸鳅对盐度的耐受性研究[J]. 南方水产科学, 2021, 17(1): 76-81. [48] 王波, 谢琳萍, 傅明珠, 等. 温度、盐度与 pH对星斑川鲽呼吸频率的影响[J]. 河北渔业, 2009(10): 9-10, 49. -
期刊类型引用(5)
1. 李瑶瑶，金圣涵，翟瑞意，李英美，李婷婷，韩玲钰. 不同海参糖肽的制备及其对鲅鱼鱼糜凝胶品质的影响. 食品科技. 2024(05): 115-124 . 
百度学术
2. 魏登枭，车丹丹，陈必链，何勇锦，周志华. 三相分离法提取裂殖壶藻中油脂、蛋白质和多糖的工艺优化. 中国油脂. 2023(03): 123-129 . 百度学术
3. 牛秋云. 小麦胚芽蛋白糖基化产物抗氧化特性研究. 食品与机械. 2023(05): 32-37 . 百度学术
4. 郭浩彬，李敏杰，张陆燕，章银良. 美拉德反应优化藜麦多肽抗氧化活性的研究. 中国调味品. 2023(12): 59-68 . 百度学术
5. 董烨，张益奇，张晓頔，胡学佳，戴志远. 鳙鱼皮水解物美拉德反应产物抗氧化活性研究. 核农学报. 2022(11): 2199-2209 . 百度学术
其他类型引用(2)
计量
- 文章访问数: 161
- HTML全文浏览量: 30
- PDF下载量: 41
- 被引次数: 7
粤公网安备 44010502001741号
