Research on tolerance of juvenile Siganus oramin to water temperature, salinity and dissolved oxygen
-
摘要:
为研究黄斑蓝子鱼 (Siganus oramin) 幼鱼对养殖环境的耐受力，对体质量为 (3.25±0.83) g的黄斑蓝子鱼幼鱼开展了水温、盐度和溶解氧等环境因子的耐受性实验，同时监测了极限水温和盐度条件下黄斑蓝子鱼幼鱼的耗氧率和呼吸频率变化，以期为黄斑蓝子鱼的养殖生产提供参考。结果显示，黄斑蓝子鱼幼鱼适宜水温为23.0~28.0 ℃，可耐受的水温范围为12.1~32.5 ℃；适宜盐度为8.0‰~59.0‰，可耐受的盐度范围为3.5‰~75.0‰；正常环境下窒息临界点溶解氧质量浓度为 (1.47±0.52) mg·L−1。临近耐受极限的水温和盐度均对黄斑蓝子鱼幼鱼的窒息临界点、窒息点以及极限低氧耐受有较大影响，其中低盐对窒息点的影响最大。研究表明，黄斑蓝子鱼幼鱼对温度和盐度耐受范围较广，但超出适宜范围时耗氧率和呼吸频率均发生显著性变化，出现应激反应；黄斑蓝子鱼幼鱼窒息点高，易缺氧，建议养殖全过程溶解氧质量浓度不低于6 mg·L−1。
Abstract:In order to study the tolerance of juvenile Siganus oramin to cultural environmental factors and provide basic data for the cultivation, we carried out tolerance tests on juvenile S. oramin with body mass (3.25±0.83) g to environment factors such as water temperature, salinity and dissolved oxygen. Besides, we monitored their oxygen consumption rate and respiratory rate under extreme temperature and salinity conditions by hydrostatic respiration chamber methods. The results show that the suitable temperature for juvenile S. oramin ranged from 23.0 to 28.0 ℃, and the tolerance limit temperature ranged from 12.1 to 32.5 ℃; the suitable salinity ranged from 8.0‰ to 59.0‰, and the tolerance limit salinity ranged from 3.5‰ to 75.0‰; the critical point of asphyxiation under normal conditions was (1.47±0.52) mg·L−1. Both temperature and salinity close to the tolerance limit had significant effects on critical point of asphyxiation, asphyxiation point and ultimate hypoxia tolerance of juvenile S. oramin. Low salinity had the greatest effect on critical point of asphyxiation and asphyxiation point, and low temperature had the greatest effect on ultimate hypoxic tolerance value. In conclusion, juvenile S. oramin have a wide range of tolerance to water temperature and salinity, but the oxygen consumption rate and respiration frequency change significantly when they are out of the suitable range, accompanied by strong stress response; juvenile S. oramin have a high asphyxiation point, and are prone to hypoxia, so it is recommended that the dissolved oxygen should be no less than 6 mg·L−1 during the aquaculture process.
-
Keywords:
- Siganus oramin /
- Water temperature /
- Salinity /
- Dissolved oxygen /
- Tolerance
-
花鲈 (Lateolabrax maculatus) 广泛分布于中国沿海、日本西部沿海以及朝鲜半岛海域，为太平洋西北沿海特有品种[1]。因其适宜陆基工厂化、池塘、深远海网箱等多种养殖模式，在山东、福建、广东等沿海地区的繁育与养殖体系均较为完善，现已成为中国水产养殖的重要经济鱼类之一。然而随着养殖规模的不断壮大，花鲈幼鱼在养殖过程中细菌性、病毒性和寄生虫性疾病频发[2-3]，严重影响了其产业的健康、可持续发展。
在饲料中添加低聚木糖、壳寡糖、果寡糖、甘露寡糖等低聚糖类益生元可有效提升鱼类的生长和免疫相关性能。已有研究表明，添加适宜的低聚木糖不仅能够有效促进虹鳟 (Oncorhynchus mykiss) 幼鱼生长，提高机体免疫性能[4]，还可增强花鲈幼鱼的免疫功能，降低肠道有害菌群相对丰度，改善肠道健康[5]。壳寡糖可明显增强尼罗罗非鱼 (Oreochromis niloticus) 抗菌和抗氧化水平[6]，提高杂交黄颡鱼 (Tachysurus fulvidraco♀×T. vachelli♂) 白细胞吞噬和淋巴细胞转化能力[7]，且下调珍珠龙胆石斑鱼 (Epinephelus fuscoguttatus♀×E. lanceolatus♂) 促炎细胞因子和细胞凋亡相关基因的表达，增强其免疫能力[8]。饲料中添加适宜的果寡糖可显著提升斜带石斑鱼 (E. coioides) 非特异性免疫酶以及肠道消化酶的活性[9-10]，并且对奥尼罗非鱼 (O. niloticus×O. aureus) 肠道中益生菌群相对丰度具有显著的提升效果[11]。甘露寡糖还可作为免疫诱导剂使大菱鲆 (Scophthalmus maximus) 具有更强的细菌清除能力，从而减轻肝损伤风险[12]。此外，甘露寡糖还可显著上调杂交红罗非鱼 (O. niloticus×O. mossambicus) 生殖相关基因的表达，提高其繁殖性能[13]。
与之相比，从海洋褐藻胶中提取的褐藻寡糖，在水产养殖动物生长和免疫性能改善方面也发挥了重要作用[14-15]。van Doan等[16-17]研究发现，褐藻寡糖可以显著提高尼罗罗非鱼的生长与免疫性能、饲料转化率。Hu等[18]在草鱼 (Ctenopharyngodon idella) 饲料中添加褐藻寡糖后鱼体生长性能和非特异性免疫性能均得到显著改善。黄健彬等[19]指出，褐藻寡糖的添加能够有效提升卵形鲳鲹 (Trachinotus ovatus) 幼鱼生长、血浆免疫和肝脏抗氧化性能，对肠道组织形态结构也具有一定的改善效果。此外，褐藻寡糖能够提高尖吻鲈 (Lates calcarifer) 肠道胰蛋白酶、淀粉酶和脂肪酶活性[20]。可见，褐藻寡糖不仅可以增强水生生物的免疫水平和抗病性能，还能够改善肠道形态，提高成活率。但是，目前尚未见关于褐藻寡糖在花鲈养殖过程中应用效果的研究报道。因此，本研究通过对花鲈生长表型数据、消化酶和免疫相关酶活性、生长相关基因表达及肠道组织形态等评价指标进行对比分析，综合评价褐藻寡糖对其幼鱼生长性能和免疫水平的影响，并获得褐藻寡糖在花鲈幼鱼中的适宜添加量，为褐藻寡糖在花鲈健康养殖中的应用和安全评估提供科学依据。
1. 材料与方法
1.1 实验用鱼来源
实验用花鲈幼鱼购于山东省烟台市经海海洋渔业有限公司海上网箱养殖基地，平均体长为 (13.34±0.88) cm，平均体质量为 (44.19±1.44) g，将实验幼鱼运至山东省海阳市黄海水产有限公司的工厂化养殖车间水泥池 (水体积约为20 m3) 内暂养，以备实验使用。
1.2 实验用饲料的制备
实验用基础饲料为山东升索饲料科技有限公司所生产的配合颗粒饲料 [主要成分包括鱼粉、虾粉、豆柏、鱼油、小麦粉、维生素、矿物元素等；其中 (质量分数)，粗蛋白≥50.0%，粗脂肪≥8.0%，粗灰分≤17.0%，粗纤维≤6.0%，钙≤5.0%，总磷 ≥1.2%，赖氨酸 ≥2.0%]。称取适量褐藻寡糖溶于纯水中，通过喷涂方式均匀喷洒于基础饲料颗粒表面，通风、阴凉处晾干后存放于4 ℃冰箱中。其中，每千克基础饲料中褐藻寡糖的添加量分别为0、50、100和200 mg。实验用褐藻寡糖由潍坊麦卡阿吉生物科技有限公司生产，纯度为90%。实验所用褐藻寡糖不同添加量的饲料均为提前1 d制备的饲料。
1.3 实验用鱼养殖管理方法与实验设计
实验于2022年9—10月在山东省海阳市黄海水产有限公司的工厂化养殖车间完成，使用有效水体积为0.7 m3的圆形玻璃钢水桶，实验为期42 d。随机捞取300尾幼鱼，按照实验饲料的设置分为4组 (B0、B1、B2和B3组)，每组3个平行，每个平行随机放置25尾。其中，B0组为对照组，投喂褐藻寡糖添加量为0 mg·kg−1的饲料；B1、B2和B3组分别投喂褐藻寡糖添加量为50、100和200 mg·kg−1的饲料。实验开始前将实验鱼进行称质量并饥饿处理24 h，实验开始后分别投喂对应的实验饲料，每天投喂2次。日换水率为200%~300%，实验过程中水温为18~22 ℃，盐度为31‰~32‰，pH 7.9~8.2，溶解氧质量浓度>7 mg·L−1，氨氮质量浓度<0.03 mg·L−1，亚硝酸盐质量浓度<0.006 mg·L−1。
1.4 样品采集与处理
实验结束后，先将各组幼鱼进行24 h饥饿处理，每个平行组中随机捞取3尾，经MS-222充分麻醉后测量并记录体质量、体长等数据。随后将实验结束的幼鱼进行解剖，剪取肝脏和肠道样品。其中，一部分肝脏样品采用无RNA酶的离心管保存于液氮中，用于生长相关基因的定量表达分析；另一部分样品采用冻存管保存于 −20 ℃冰箱中，用于抗氧化、免疫和转氨酶活性分析。一部分肠道样品采用冻存管保存于 −20 ℃冰箱中，用于消化相关酶活性分析；另一部分肠道样品剪取中肠部位采用Davis固定液保存于冻存管中，用于组织结构分析。
1.5 生长指标的测定
生长指标包括体质量增长率 (Weight gain rate, WGR, %)、特定生长率 (Specific growth rate, SGR,%·d−1)、肥满度 (Condition factor, CF, g·cm−3)，计算公式分别为：
$$ \mathrm{WGR}{\text{=}}\left[\left(W_2{\text{−}}W_1\right) / W_1\right] \times 100 {\text{%}} $$ (1) $$ \mathrm{SGR}{\text{=}}\left[\left(\ln W_2{\text{−}}\ln W_1\right) / D\right] \times 100 {\text{%}} $$ (2) $$ \mathrm{CF}{\text{=}}W_2 / L^3$$ (3) 式中：W1和W2分别为实验开始和结束时的平均体质量 (湿质量，g)；D为实验周期 (d)；L为平均体长 (cm)。
1.6 生理生化指标的测定
各组幼鱼生理生化指标均采用南京建成生物研究所研制的试剂盒测定。其中，肠道的脂肪酶 (LPS)、淀粉酶 (AMS) 和胰蛋白酶 (TRY) 活性检测试剂盒货号分别为：A054-2-1 (微板法)、C016-1-1 (淀粉-碘比色法)、A080-2-2 (紫外比色法)；肝脏的超氧化物歧化酶 (SOD)、过氧化氢酶 (CAT) 、谷胱甘肽过氧化物酶 (GSH-Px) 、溶菌酶 (LZM) 活性和丙二醛 (MDA) 含量检测试剂盒货号分别为：A001-3-2 (WST-1法)、A007-1-1 (钼酸铵法)、A005-1-2 (比色法)、A050-1-1 (比浊法)、A003-1-2 (TBA法)。
1.7 生长相关基因 Insulin-like growth factor 1 (igf-1)和Growth hormone (gh) 相对表达量的检测
采用RNAiso Plus试剂盒 (TaKaRa，日本) 提取花鲈幼鱼肝脏组织总RNA，经浓度与纯度检测合格后，使用反转录试剂盒合成cDNA第一链，保存于 −20 ℃冰箱中备用。目的基因和内参 (β-actin) 基因的实时荧光定量PCR引物序列如表1所示。本研究采用的PCR扩增条件为：95 ℃预变性30 s，95 ℃延伸5 s，60 ℃退火20 s，共45个循环，使用的仪器是Lightcycler 480 II Real-time PCR仪 (Roche，瑞士)。反应体系为20 μL：TB Green PremiEx Taq II (TaKaRa，日本) 10 μL，上、下游引物 (10 μmol·L−1) 各0.8 μL，ddH2O 6.4 μL，cDNA模板2 μL，通过熔解曲线验证产物特异性，目的基因和内参基因的标准曲线相关系数 (R2)：0.99<R2<0.999，扩增效率 (E)：0.9<E<1.1。采用2–ΔΔCt法计算目的基因的相对表达量。
表 1 花鲈幼鱼实时荧光定量PCR引物序列信息Table 1. Primer sequences used in qRT-PCR of L. maculatus juvenile引物
Primer引物序列 (5'—3')
Primer sequence (5'−3')igf-1-F CGCAATGGAACAAAGTCGGAATAT igf-1-R GTGAGAGGGTGTGGCTACAGGAGA gh-F GAGCAGCGTCAACTCAACAA gh-R TCAAACGATACGAGATAGACAACA β-actin-F CAACTGGGATGACATGGAGAAG β-actin-R TTGGCTTTGGGGTTCAGG 1.8 肠道组织形态学观察
将存放于Davis固定液中的中肠样品分别采用不同体积分数的乙醇进行脱水，使用二甲苯溶液透明处理，石蜡包埋后进行组织切片制作，通过苏木精-伊红 (HE) 染色后采用中性树胶封片。采用Pannoramic MIDI II数字切片扫描仪 (丹吉尔，匈牙利) 对制备好的组织切片进行图像扫描，Case Viewer 2.4.0W软件测量肠绒毛的高度和宽度、肠道肌层的厚度。
1.9 数据统计与分析
所有数据均以“平均值±标准误 ($\overline { x}\pm s_{\overline { x}} $)”表示。采用SPSS Statistics 26.0 软件对数据进行单因素方差分析 (One-way ANOVA)，通过Duncan's检验对同一评价指标在不同处理组间的差异性进行多重比较，显著性水平α 设为0.05。
2. 结果
2.1 花鲈幼鱼生长指标
随着褐藻寡糖添加量的升高，各组花鲈幼鱼的WGR和SGR呈现出先升高后下降的趋势；B2组的WGR和SGR最大，分别为 (96.50±7.95)%和 (1.73±0.09)%·d−1 (表2)。此外，B0组的CF均高于褐藻寡糖添加组，但差异均不显著 (P>0.05)。
表 2 不同添加量褐藻寡糖对花鲈幼鱼生长性能的影响Table 2. Effects of different additions of alginate oligosaccharide on growth indicators of L. maculatus juvenile指标 Indicator 组别 Group B0 B1 B2 B3 终末体质量 Final body mass/g 83.38±4.14 83.67±3.58 86.83±3.51 85.87±4.22 体质量增长率 WGR/% 88.69±9.38 89.34±8.10 96.50±7.95 94.31±9.56 特定生长率 SGR/(%·d−1) 1.62±0.12 1.64±0.10 1.73±0.09 1.70±0.11 肥满度CF/(g·cm−3) 1.97±0.05 1.81±0.06 1.92±0.07 1.83±0.04 注：同行不同小写字母表示组间有显著性差异 (P<0.05)。 Note: Different superscript lowercase letters within the same low represent significant differences among groups (P<0.05). 2.2 花鲈幼鱼肠道消化酶活性
添加褐藻寡糖组幼鱼肠道的AMS活性差异不显著 (P>0.05)，但均高于对照组 (图1-a)。B1和B2组花鲈幼鱼肠道的LPS活性显著高于B0和B3组 (P<0.05)；其中，B1组活性最高，为 (16.63±0.12) U·g−1，且与B2组的差异不显著 (P>0.05) (图1-b)。随着褐藻寡糖添加量的升高，除B1组外，幼鱼肠道的TRY活性呈现上升趋势，但差异不显著 (P>0.05)，B3组活性最高 (图1-c)。
![]()
图 1 褐藻寡糖的不同添加量对花鲈幼鱼肠道消化酶活性的影响注：方柱上不同小写字母表示组间差异显著 (P<0.05)。Figure 1. Effects of different additions of alginate oligosaccharide on intestinal digestive enzyme activities of L. maculatus juvenileNote: Different lowercase letters on the bar indicate that significant differences among groups (P<0.05).2.3 花鲈幼鱼肝脏非特异性免疫酶活性
随着褐藻寡糖添加量的升高，花鲈幼鱼肝脏的CAT、SOD、GSH-Px和LZM活性整体呈显著上升趋势 (P<0.05)，且在B3组活性最高，分别为 (26.07±0.20) U·mg−1 (图2-a)、(21.84±0.17) U·mg −1 (图2-b)、(45.05±0.30) U·mg−1 (图2-c) 和 (26.07±0.20) μg·mg−1 (图2-e) 。肝脏内MDA水平随着褐藻寡糖添加量的增加而显著下降 (P<0.05)，B3组的MDA质量摩尔浓度最低，为 (2.23±0.22) nmol·mg−1 (图2-d)。
![]()
图 2 褐藻寡糖的不同添加量对花鲈幼鱼肝脏非特异性免疫酶活性的影响注：方柱上不同小写字母表示组间有显著性差异 (P<0.05)。Figure 2. Effects of different additions of alginate oligosaccharide on non-specific immunizing enzyme activities in liver of L. maculatus juvenileNote: Different lowercase letters on the bar represent significant differences among groups (P<0.05).2.4 花鲈幼鱼肝脏中igf-1、gh基因的表达特性
随着褐藻寡糖添加量的升高，上调igf-1基因的表达，B3组igf-1基因相对表达量显著高于其他组 (P<0.05)，其他组间差异不显著 (P>0.05) (图3-a)。与B0组相比，添加褐藻寡糖组花鲈幼鱼肝脏的gh基因相对表达量显著上调 (P<0.05)，但添加褐藻寡糖组间gh基因相对表达量差异不显著 (P>0.05)；其中B2组的gh基因相对表达量最高 (图3-b)。
![]()
图 3 igf-1、gh基因在花鲈幼鱼肝脏中的相对表达量注：方柱上不同小写字母表示组间有显著性差异 (P<0.05)。Figure 3. Relative expression levels of igf-1 and gh genes in liver of L. maculatus juvenileNote: Different lowercase letters on the bar represent significant differences among groups (P<0.05).2.5 褐藻寡糖对花鲈肠道形态的影响
与B0组相比，添加褐藻寡糖后，实验组花鲈幼鱼肠道肌层厚度增加，且肠绒毛整体增大 (图4)。随着褐藻寡糖添加量的升高，花鲈幼鱼肠道的肌层厚度、绒毛高度和绒毛宽度整体呈现显著的先升后降趋势 (P<0.05)，均为B2组指标最高 (表3)。其中，B2和B3组的肌层厚度显著优于对照组 (P<0.05)，B2组的绒毛高度显著高于对照组 (P<0.05)，B1、B2、B3组的肠道绒毛宽度均显著优于B0组 (P<0.05)。
![]()
图 4 饲料中不同添加量褐藻寡糖对花鲈肠道形态的影响 (HE染色)Figure 4. Effects of different additions of alginate oligosaccharides on intestinal morphology of L. maculatus juvenile (HE staining)表 3 不同添加量褐藻寡糖对花鲈幼鱼肠道组织形态学的影响Table 3. Effects of different additions of alginate oligosaccharide on intestinal morphology of L. maculatus juvenile指标
Indicator组别 Group B0 B1 B2 B3 肌层厚度 Muscular thickness/μm 190.43±3.17a 201.23±8.57ab 227.03±7.36c 220.50±8.63bc 绒毛高度 Villus height/μm 787.52±11.98a 803.45±8.30a 846.20±16.78b 816.52±9.38ab 绒毛宽度 Villus width/μm 27.88±0.90a 30.53±0.91b 39.37±0.69c 37.20±0.87c 注：同行不同小写字母表示组间有显著性差异 (P<0.05)。 Note: Different superscript lowercase letters within the same low represent significant differences among groups (P<0.05). 3. 讨论
3.1 不同水平褐藻寡糖对花鲈幼鱼生长性能的影响
褐藻寡糖是天然高分子酸性多糖褐藻胶的降解产物，具有改善机体生长性能、提高机体抗氧化和免疫能力等多种生理活性，在水产养殖中的应用前景广阔[14]。研究发现，以饲料为载体添加褐藻寡糖，对尼罗罗非鱼、草鱼和卵形鲳鲹的WGR和SGR具有显著提升效果[16-19]，但对大菱鲆WGR和SGR的影响不显著[21]。本研究中，各生长指标与对照组相比均有一定的上升趋势，但差异不显著。
下丘脑-垂体-肝脏轴是调控机体生长发育的中心轴，GH和IGF家族是这一中心轴上的关键调控因子[22]。通过对gh和igf-1基因相对表达量的测定有助于从分子水平上更加深入地解释鱼类生长的机理[23]。本研究中，添加褐藻寡糖上调了花鲈幼鱼的gh和igf-1基因相对表达量，其中gh基因相对表达量显著上调，而igf-1基因相对表达量仅在B3组显著上调。然而反映在生长表型上的WGR和SGR呈现一定的上升趋势，但差异不显著，说明褐藻寡糖的添加对花鲈幼鱼的生长具有一定的促进作用；同时，机体的生长是多个通路、调控基因转录与翻译水平等综合调控的结果，这可能是造成生长指标差异不显著的主要原因。
3.2 不同水平褐藻寡糖对花鲈幼鱼肠道组织形态结构和消化酶活性的影响
肠道是鱼体消化吸收营养物质的主要器官，在机体生长发育过程中其形态结构发挥了重要作用[24-25]。肠绒毛由肠道上皮细胞特化而成，能够有效增加肠黏膜与肠腔内食糜接触的表面积，是营养物质被肠道吸收的重要结构，其形态与对营养物质吸收能力的强弱有关[11,26]。鱼类肠道肌层的增厚则使肠道蠕动能力增强，有利于营养物质的吸收与利用[27-29]。研究发现，饲料中褐藻寡糖添加量升高后显著增加了卵形鲳鲹幼鱼[19]、尖吻鲈[20]以及斜带石斑鱼[30]的肠绒毛高度。此外，添加适宜的低聚糖能够增加奥尼罗非鱼肠道的绒毛高度、肌层厚度，提升鱼体消化吸收能力[31]。与上述研究结果相似，本研究中，饲料中添加褐藻寡糖显著增加了花鲈幼鱼肠肌层厚度、绒毛高度与宽度，有效改善了肠道组织形态。由此推测，褐藻寡糖进入花鲈幼鱼肠道后，可能促进了肠绒毛增殖和发育，从而优化了肠道的形态结构。
鱼类肠道消化酶活性是反映机体生长发育的重要生理指标[32-33]，在饲料中添加营养物质是影响肠道消化酶活性高低的重要外源性因素之一。有研究表明，褐藻寡糖促进暗纹东方鲀(Takifugu obscurus)[34]肠道淀粉酶、脂肪酶等消化酶活性的升高。潘金露等[35]发现，饲料中添加0.02% (w) 和0.05% (w) 的褐藻寡糖，大菱鲆肠道的脂肪酶活性显著高于对照组，但淀粉酶活性变化不显著。李玉芬[36]在饲料中添加褐藻寡糖后发现大黄鱼 (Larimichthys crocea) 和石斑鱼体内蛋白酶活性显著升高。本研究中，添加褐藻寡糖后，花鲈幼鱼肠道的脂肪酶、淀粉酶和胰蛋白酶活性均出现一定的升高趋势，说明添加褐藻寡糖在一定程度上提升了机体对营养物质的消化吸收能力。这可能是因为褐藻寡糖显著改善了肠道组织结构，增加食靡与肠道绒毛间的接触面积，使更多的消化酶分泌后被激活，从而使其活性也得到一定提升。添加褐藻寡糖实验组的花鲈幼鱼肠道的淀粉酶和胰蛋白酶活性虽得到了一定提升，但不同添加量组间差异不显著；且仅B1和B2组的脂肪酶活性显著高于B0组，这可能也是造成生长差异不显著的主要原因。
3.3 不同水平褐藻寡糖对花鲈幼鱼肝脏非特异性免疫酶活性的影响
鱼类因代谢异常而产生多余的活性氧 (ROS) 时会对其机体细胞造成损伤。机体内存在的抗氧化酶，在修复ROS介导的损伤中发挥重要作用，从而维持机体抗氧化性能和氧化平衡状态[37]。SOD在消除生物体新陈代谢产生的自由基过程中至关重要，其活力与机体自由基的消除能力成正相关关系[38]。CAT则起到保护细胞、抗衰老、调节体内分泌系统的作用[39]。GSH-Px是体内重要的抗氧化剂和自由基清除剂[40]。MDA是氧自由基产生过多脂质过氧化物过程中的主要分解产物，具有很强的生物毒性，可对机体造成严重损害[41]。在一个完整的抗氧化体系中，以上几种酶活性或物质含量是评估机体抗氧化应激能力的重要指标。本研究中，实验组幼鱼肝脏中SOD、CAT和GSH-Px的活性与褐藻寡糖添加量呈正相关关系，而MDA的含量随着褐藻寡糖添加量的增加呈下降趋势，说明褐藻寡糖的添加使机体抗氧化酶活性和清除自由基的能力增强，并导致细胞膜脂质过氧化程度下降。这与刺参 (Apostichopus japonicus) [42]和草鱼[16]的研究结果相似。舒昊明[30]指出，海藻降解的褐藻寡糖是天然抗氧化活性化合物的重要来源，拥有天然良好的抗氧化作用。而其分子质量较低、易于吸收的特性则更有助于提升机体的抗氧化酶活性，从而减少机体细胞的损伤并促进已受损细胞的修复，可有效增强机体的抗氧化能力。LZM是水产动物机体的一种非特异性防御因子，能够分解细菌细胞壁上的黏多糖，促进细菌细胞壁破裂进而导致其死亡[43]。本研究中，添加褐藻寡糖的各实验组幼鱼肝脏的LZM活性均显著高于对照组，且褐藻寡糖添加量越高，LZM活性越强，说明褐藻寡糖在提升幼鱼自身的非特异性免疫性能方面的效果更显著。这与江晓路等[42]和黄健彬等[19]的研究结果一致。
4. 结论
综上所述，饲料中添加褐藻寡糖能够显著改善花鲈幼鱼肠道组织形态结构，上调生长相关基因表达，从而对幼鱼生长产生一定的促进作用；同时，褐藻寡糖能够显著提升花鲈幼鱼抗氧化和免疫水平。当褐藻寡糖添加量为100 mg·kg−1时，褐藻寡糖对花鲈幼鱼的促生长效果较好；添加量为200 mg·kg−1时，对花鲈幼鱼免疫水平的提升效果最佳。
-
![]()
图 1 不同海水温度对黄斑蓝子鱼幼鱼耗氧率的影响
注：同一指标下，凡含一个相同字母者表示组间无显著性差异 (P>0.05)。后图同此。
Figure 1. Effect of different seawater temperatures on oxygen consumption rate of juvenile S. oramin
Note: For the same indexes, those with the same letters represent no significant differences between groups (P>0.05). The same case in following figures.
![]()
图 2 不同海水盐度对黄斑蓝子鱼幼鱼耗氧率的影响
Figure 2. Effect of different seawater salinities on oxygen consumption rate of juvenile S. oramin
![]()
图 3 不同海水温度对黄斑蓝子鱼幼鱼呼吸频率的影响
Figure 3. Effect of different seawater temperatures on respiratory frequency of juvenile S. oramin
![]()
图 4 不同海水盐度对黄斑蓝子鱼幼鱼呼吸频率的影响
Figure 4. Effect of different seawater salinities on respiratory frequency of juvenile S. oramin
表 1 黄斑蓝子鱼幼鱼水温耐受能力实验结果
Table 1 Results of water temperature tolerance test of juvenile S. oramin
实验组
Experimental group水温Water temperature/℃ 幼鱼死亡率 Motality of juvenile S. oramin/% A组Group A B组 Group B C组 Group C 耐高温实验
High temperature tolerance test38.5 100 100 100 37.5 80 70 90 36.6 30 50 70 32.5~33.0 10 10 20 31.0~32.0 0 (活动突然加快) 29.0~31.0 0 (背鳍和腹鳍张开) 23.0~28.0 0 (活动正常) 0 (活动正常) 0 (活动正常) 对照 Control 22.0 0 (活动正常) 0 (活动正常) 0 (活动正常) 耐低温实验
Low temperature tolerance test18.0 0 (体色变深) 16.0 0 (活动减少、静卧底部) 14.0 0 (活动突然加剧、部分浮头) 12.1 10 0 20 11.5 20 50 40 11.0 100 100 100 
下载: 导出CSV
表 2 黄斑蓝子鱼幼鱼盐度耐受能力实验结果
Table 2 Results of salinity tolerance test of juvenile S. oramin
实验组
Experimental group盐度Salinity/‰ 幼鱼死亡率 Motality of juvenile S. oramin/% A组 Group A B组 Group B C组 Group C 耐高盐实验
High salinity tolerance test77.5 100 — 100 77.0 80 — 90 76.5 60 100 80 76.0 50 70 60 75.0 0 (出现侧翻) 10 0 (出现侧翻) 72.0 0 (活动突然加快) 60.0 0 (活动减弱) 30.0~59.0 0 (活动正常) 对照 Control 30.0 0 (活动正常) 耐低盐实验
Low salinity tolerance test8.0~30.0 0 (活动正常) 7.5 0 (出现侧翻) 0 (出现侧翻) 0 (活动正常) 3.5 10 10 0 (活动正常) 0.08 (0.5 h) 20 20 20 0.08 (1.0 h) 30 40 50 0.08 (1.5 h ) 50 80 70 0.08 (2.0 h) 70 100 100 0.08 (2.5 h ) 100 — —
下载: 导出CSV
表 3 不同水温与盐度对黄斑蓝子鱼幼鱼低溶解氧耐受能力的影响
Table 3 Effects of different temperature and salinity on tolerance to low dissolved oxygen of juvenile S. oramin
实验环境
Experimental environment正常
Normal
(22 ℃, 30‰)高温
High temperature
(31 ℃, 30‰)低温
Low temperature
(15 ℃, 30‰)高盐
High salinity
(22 ℃, 70‰)低盐
Low salinity
(22 ℃, 8‰)初始溶解氧
Initial dissolved oxygen
(DO0)/(mg·L−1)4.12±0.01 5.37±0.22 5.95±0.33 4.86±0.15 6.47±0.18 窒息临界点
Suffocation critical point/(mg·L−1)3.07±0.16 2.19±0.77 4.75±0.48 3.99±0.82 5.57±0.73 半数致死值/窒息点
LC50/Suffocation point (DO50)/(mg·L−1)2.18±0.29 1.83±0.13 4.05±0.26 2.55±0.18 4.38±0.35 极限溶解氧耐受值
Limit dissolved oxygen tolerance value
(DO100)/(mg·L−1)0.95±0.08 0.87±0.04 3.32±0.29 1.68±0.26 3.28±0.25
下载: 导出CSV
-
[1] 马强. 中国海蓝子鱼科Family Siganidae分类和动物地理学特点[D]. 青岛: 中国科学院研究生院 (海洋研究所), 2006: 78-80. [2] 吕旭宁, 蒋增杰, 方建光, 等. 黄斑蓝子鱼 (Siganus oramin) 对北方养殖网箱网衣附着藻类的生物清除作用[J]. 渔业科学进展, 2017, 38(5): 50-56. [3] 冯广朋, 章龙珍, 庄平, 等. 海水网箱养殖长鳍蓝子鱼的摄食与生长特性[J]. 海洋渔业, 2008(1): 37-42. [4] 江飚. 黄斑蓝子鱼对刺激隐核虫感染的抗病生物学特性研究[D]. 广州: 中山大学, 2019: 92-93. [5] 张邦杰, 梁仁杰, 毛大宁, 等. 黄斑蓝子鱼的池塘驯养及有关生物学初探[J]. 现代渔业信息, 1999, 14(4): 11-16. [6] 黄小林, 李涛, 林黑着, 等. 网箱养殖黄斑篮子鱼胚胎发育观察[J]. 南方水产科学, 2018, 14(2): 96-101. [7] 黄小林, 杨育凯, 李涛, 等. 黄斑蓝子鱼仔、稚、幼鱼形态观察与生长研究[J]. 南方水产科学, 2018, 14(5): 88-94. [8] 赵峰, 庄平, 章龙珍, 等. 篮子鱼繁殖生物学研究进展[J]. 海洋渔业, 2007, 29(4): 365-370. [9] SU E X, WU Y J, CHEN P B, et al. Dietary selenium regulates the diversity and stability of microbial communities in stomach and intestine of rabbitfish (Siganus oramin)[J]. Aquaculture, 2023, 563(Pt.2): 738979.
[10] XU Y, LI J, HAN X F, et al. Enteromorpha prolifera diet drives intestinal microbiome composition in Siganus oramin[J]. Curr Microbiol, 2021, 78: 229-237. doi: 10.1007/s00284-020-02218-6
[11] 游翠红, 李茜, 王树启, 等. 石莼饲料中添加非淀粉多糖酶对黄斑蓝子鱼 (Siganus canaliculatus) 生长以及肌肉营养成分的影响[J]. 渔业科学进展, 2014, 35(5): 46-54. [12] HUANG Y X, HAN X, PENG H, et al. Analysis of inhibition mechanisms of Streptococcus agalactiae by Siganus oramin L-amino acid oxidase[J]. Aquac Res, 2022, 53(17): 6205-6218. doi: 10.1111/are.16093
[13] 徐树德, 刘雪兵, 王树启, 等. 不同类型饲料对黄斑篮子鱼幼鱼生长及肌肉蛋白质和脂肪酸组成的影响[J]. 海洋渔业, 2014, 36(6): 529-535. [14] 杨育凯, 黄小林, 林黑着, 等. 黄斑蓝子鱼幼鱼适宜投喂频率的研究[J]. 动物营养学报, 2020, 32(4): 1809-1816. [15] 曹晓聪, 黄小林, 孙莘溢, 等. 丁香酚对黄斑蓝子鱼幼鱼麻醉效果的研究[J]. 南方水产科学, 2019, 15(3): 50-56. [16] 梁前才, 车南青. 长鳍篮子鱼池塘养殖技术[J]. 中国水产, 2018(2): 83-84. [17] 黄小林, 李文俊, 林黑着, 等. 基于线粒体DNA D-loop序列的黄斑蓝子鱼群体遗传多样性分析[J]. 热带海洋学报, 2018, 37(4): 45-51. [18] 章龙珍, 杨金海, 刘鉴毅, 等. 温度、盐度、 pH和麻醉剂对长鳍蓝子鱼幼鱼耗氧率的影响[J]. 生态学杂志, 2009, 28(8): 1494-1498. [19] 滕爽爽, 宋呈锴, 林兴管, 等. 盐度变化对黄斑蓝子鱼存活率、耗氧率和排氨率的影响[J]. 水产养殖, 2018, 39(10): 42-46. [20] 龙华. 温度对鱼类生存的影响[J]. 中山大学学报 (自然科学版), 2005(S1): 254-257. [21] 冉凤霞, 金文杰, 黄屾, 等. 盐度变化对鱼类影响的研究进展[J]. 西北农林科技大学学报 (自然科学版), 2020, 48(8): 10-18. [22] 徐贺, 陈秀梅, 王桂芹, 等. 低氧胁迫在水产养殖中的研究进展[J]. 饲料工业, 2016, 37(2): 33-37. [23] 王贵宁, 李兵, 罗蕾, 等. 温度及盐度对卵形鲳鲹仔鱼存活和发育的影响[J]. 上海海洋大学学报, 2011, 20(6): 831-837. [24] 林国文. 珍珠龙胆石斑鱼对水温、盐度和溶解氧的耐受研究[J]. 水产养殖, 2020, 41(9): 29-32. [25] 曾荣林, 谢仰杰, 王志勇, 等. 大黄鱼幼鱼对低盐度的耐受性研究[J]. 集美大学学报 (自然科学版), 2013, 18(3): 167-171. [26] 王妤, 宋志明, 刘鉴毅, 等. 点篮子鱼幼鱼的热耐受特征[J]. 海洋渔业, 2015, 37(3): 253-258. [27] 王云峰, 朱鑫华. 盐度对鱼类生态生理学特征的影响[J]. 海洋科学集刊, 2002(44): 151-158. [28] 章龙珍, 罗集光, 赵峰, 等. 盐度对点蓝子鱼血清渗透压、离子含量及鳃丝Na+/K+-ATP酶活力的影响[J]. 海洋渔业, 2015, 37(5): 449-456. [29] 郑春波, 王海涛, 王浩, 等. 利用温泉水低盐度驯养及越冬大规格点蓝子鱼苗种试验[J]. 水产养殖, 2017, 38(11): 6-9. [30] 宋超, 章龙珍, 刘鉴毅, 等. 池塘低盐养殖点蓝子鱼肌肉营养成分的分析与评价[J]. 海洋渔业, 2012, 34(4): 444-450. [31] 谢帝芝, 徐树德, 陈芳, 等. 黄斑蓝子鱼LC-PUFA合成代谢与渗透压调节的关系研究[J]. 中国水产科学, 2015, 22(5): 950-959. [32] 王嘉伟. 大菱鲆低氧耐受能力及生理指标变化研究[D]. 上海: 上海海洋大学, 2021: 3-5. [33] 宋萍. 溶解氧及其对水产养殖的意义(上)[J]. 科学养鱼, 2013(1): 90. [34] 张学舒, 王英. 大黄鱼鱼苗耗氧率和窒息点的研究[J]. 经济动物学报, 2007(3): 148-152, 158. [35] 杨祯, 杨旭, 高铭鸿, 等. 温度对黄带拟鲹耗氧率、排氨率及窒息点的影响[J]. 河北渔业, 2021(7): 1-4, 28. [36] 蔡磊, 白俊杰, 李胜杰, 等. 大口黑鲈幼鱼低温耐受、耗氧率和窒息点研究[J]. 上海海洋大学学报, 2012, 21(6): 971-975. [37] 杨婧曦. 赤点石斑鱼苗种耗氧率与窒息点的初步研究[J]. 海洋湖沼通报, 2021, 43(3): 92-97. [38] 张善发, 董宏标, 王茜, 等. 温度对驼背鲈幼鱼生长、耗氧和热耐受性的影响[J]. 大连海洋大学学报, 2021, 36(1): 74-79. [39] 蒋飞, 徐嘉波, 施永海. 养殖水温对金钱鱼幼鱼耗氧率、排氨率和窒息点的影响[J]. 西北农林科技大学学报 (自然科学版), 2022, 50(1): 36-42, 51. [40] 于燕光, 逯云召, 薄其康, 等. 不同温度对大泷六线鱼幼鱼耗氧率和窒息点的影响[J]. 河北渔业, 2020(10): 20-23. [41] 陈世喜, 王鹏飞, 区又君, 等. 急性和慢性低氧胁迫对卵形鲳鲹鳃器官的影响[J]. 南方水产科学, 2017, 13(1): 124-130. [42] 陈婉情, 吴洪喜, 吴亮, 等. 5种海水养殖鱼类幼鱼的耗氧率及窒息点[J]. 海洋学研究, 2015, 33(2): 76-81. [43] 张涛, 平洪领, 史会来, 等. 不同盐度梯度和规格体重对横带髭鲷 (Hapalogenys mucronatus) 幼鱼耗氧率 (RO) 及排氨率 (RN) 的影响[J]. 海洋与湖沼, 2023, 54(2): 566-572. [44] 沈旭明, 赵清良. 温度、溶解氧对暗纹东方鲀幼鱼呼吸频率的影响[J]. 生态学杂志, 2001(4): 13-15. [45] 陈松波, 范兆廷, 陈伟兴. 不同温度下鲤鱼呼吸频率与耗氧率的关系[J]. 东北农业大学学报, 2006(3): 352-356. [46] SZYPER J P, LUTNESKY M M F. 温度和含盐量对鲯鳅幼鱼呼吸频率和行为的影响[J]. 江西水产科技, 1999(4): 37-42. [47] 陈小江, 左华丽, 李伟, 等. 四川华吸鳅对盐度的耐受性研究[J]. 南方水产科学, 2021, 17(1): 76-81. [48] 王波, 谢琳萍, 傅明珠, 等. 温度、盐度与 pH对星斑川鲽呼吸频率的影响[J]. 河北渔业, 2009(10): 9-10, 49. -
期刊类型引用(11)
1. 王大伟，邢盈，蒋成宇，胡淼，赵金良. 放养密度对鳜幼鱼HPI轴激素、应激酶活力及呼吸频率的影响. 淡水渔业. 2025(02): 26-32 . 
百度学术
2. 何静怡，魏涯，岑剑伟，郝淑贤，陈胜军，黄卉，赵永强，王悦齐，杨少玲，林织. 基于梯度降温的草鱼暂养及有水保活运输技术. 食品科学. 2024(04): 271-278 . 百度学术
3. 何静怡，郑伟，黄卉，岑剑伟，赵永强，王田，魏涯，郝淑贤，杨少玲，陈琛. 不同温度、盐度条件对草鱼暂养及应激保活的影响. 大连海洋大学学报. 2024(04): 597-605 . 百度学术
4. 梁雪莹，郑晓婷，陈秋羽，谢静怡，董宏标，李勇，杨金龙，陈成勋，张家松. 模拟运输胁迫对牛蛙幼蛙生理机能的影响. 广东海洋大学学报. 2024(06): 118-126 . 百度学术
5. 刘浩，李洁，李亚军，康鹏天，张国维，邵东宏，王建福. 水体中泥沙含量对虹鳟生存、生理和体表微生物的影响. 中国水产科学. 2024(11): 1365-1374 . 百度学术
6. 唐忠林，张佳佳，周国勤，陈树桥，徐钢春，徐跑，强俊，王佩佩. 丁香酚对“优鲈3号”幼鱼运输水质及其血液、肌肉生理指标的影响. 水产科技情报. 2023(01): 44-52 . 百度学术
7. 王文雯，杨静茹，付正祎，于刚，马振华. 运输时间对高体鰤幼鱼应激、代谢、抗氧化和免疫的影响. 中国渔业质量与标准. 2023(02): 25-36 . 百度学术
8. 李哲，周珊珊，王好学，王嘉浩，陈璐，徐开达. 运输振荡对条石鲷幼鱼生理应激和水体总氨氮含量的影响. 水产科技情报. 2023(05): 327-332 . 百度学术
9. 范宏博，胡丁月，徐莉，孙浩，刘峰，刘春娥，张小栓. 运输密度和时间对单环刺螠保活运输品质的影响. 农业工程. 2023(10): 72-77 . 百度学术
10. 虞为，陈雪晴，杨育凯，张燕娃，黄小林，黄忠，李涛，马振华，吴洽儿，于刚，周传朋，林黑着. 饲料中添加雨生红球藻对尖吻鲈生长性能、抗氧化能力及免疫状态的影响. 南方水产科学. 2022(05): 46-54 . 本站查看
11. 陈旭，赵旺，陈明强，谭春明，于刚. 盐度胁迫对红娇凤凰螺耗氧率、排氨率以及免疫相关酶活性的影响. 南方水产科学. 2022(05): 160-165 . 本站查看
其他类型引用(3)
计量
- 文章访问数: 161
- HTML全文浏览量: 30
- PDF下载量: 41
- 被引次数: 14
粤公网安备 44010502001741号
