Progress and prospects of infection, prevention and control of norovirus in oyster
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摘要: 诺如病毒 (Norovirus, NoV) 是非细菌性急性胃肠炎的主要病原体。牡蛎可通过滤食作用富集海水和环境中污染的NoV，是NoV传播的重要载体。人们倾向于食用生的或轻微烹煮的牡蛎，导致NoV感染事件时有发生。与牡蛎相关的食源性疾病中，约50%由NoV引起。荧光定量PCR是检测NoV的主要方法，但其不能有效区分感染性与非感染性NoV。由于NoV难以在体外培养，致使评估NoV灭活方法的有效性存在困难。猪胃黏蛋白 (Porcine gastric mucin, PGM) 及叠氮溴化丙锭 (Propidium monoazide, PMA) 等核酸嵌入剂与qPCR结合的方法在检测感染性NoV中显现出应用潜力。牡蛎中NoV的消减方式多为超高压处理，400 MPa及以上的压力可使NoV大量灭活。文章综述了近年来牡蛎 [ 主要是太平洋牡蛎 (Crassostrea gigas)、褶牡蛎 (Alectryonella plicatula) 和熊本牡蛎 (C. sikamea)] 中NoV的污染状况、富集机制、检测方法以及超高压处理消减NoV等方面的研究成果，为建立牡蛎中NoV有效的风险预警和控制技术提供参考。Abstract: Norovirus (NoV) is the main pathogen of non-bacterial acute gastroenteritis. Oysters are important carriers for the spread of NoV, which can enrich NoV from contaminated seawater and environment through filter feeding. People tend to eat raw or lightly cooked oysters, which may cause NoV infections. About half of the foodborne diseases associated with oysters are caused by NoV. Reverse transcription fluorescent quantitative PCR (RT-qPCR) is the main method for detecting NoV, but it cannot distinguish infectious from non-infectious viruses effectively. Since NoV cannot be cultured in vitro, RT-qPCR has limitations in assessing the effectiveness of inactivation methods for NoV. Porcine gastric mucin (PGM), propidium monoazide (PMA) and other nucleic acid intercalators combined with RT-qPCR have shown potential applications in the detection of infectious NoV. High hydrostatic pressure treatment is an effective method to reduce norovirus in shellfish, and the pressure of over 400 MPa can inactivate NoV significantly. In this paper, we review the enrichment of NoV in oyster, the detection methods to distinguish infectious NoV and the inactivation of high hydrostatic pressure technology on NoV in Pacific oysters (Crassostrea gigas), pleated oysters (Alectryonella plicatulas) and Kumamoto oysters (C. sikamea), so as to provide references for the establishment of effective NoV risk warning and non-thermal inactivation technology in the future.
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池塘循环水槽养殖模式(in-pond raceway system，IPRS)是一种新兴的养殖模式，在池塘内一侧建设占总池塘面积1%~3%的流水槽，配备推水增氧设备和吸污设备为水槽内鱼类提供富氧流水环境，并对养殖尾水进行处理，具有高产、高效和环保等特点[1]。目前，IPRS已在包括斑点叉尾鮰(Ictalurus punctatus)、草鱼(Ctenopharyngodon idellu)和大口黑鲈(Micropterus salmoides)等多个品种上进行了养殖试验[2-5]，均取得较好的结果。由于IPRS建设成本较高，养殖过程中还需要较高的电力成本，如何实现养殖模式高效利用，达到整体盈利是该模式成功推广的关键。
为实现IPRS的高效利用，必须提高流水槽的养殖产量。Masser和Lazur[6]通过控制流水槽和外池塘水体交换率来提高流水槽的载鱼量。Brown等[7]利用IPRS将斑点叉尾鮰和长鳍叉尾鮰 (I. funcatus)进行混养，提高养殖产量，降低养殖成本。在占据池塘总面积97%的区域套养其他品种，提高IPRS整体效益。倪建忠等[8]将IPRS与中华绒螯蟹(Eriocheir sinensis)养殖池塘相互结合，利用养蟹池塘中的水草净化养鱼尾水，水草生长又为其提供隐蔽场所。陈凡等[9]利用IPRS外池塘进行凡纳滨对虾(Penaeus vannamei)的养殖，取得每公顷189 030元的经济效益。
此前本课题组进行了一年一造吉富罗非鱼IPRS养殖研究，但8—9月高温季节爆发了链球菌病，导致罗非鱼成活率偏低；而且养殖期短，池塘和IPRS空置时间较长，严重影响了养殖效益[10]。鉴于此，本研究开展IPRS养殖吉富罗非鱼一年两造养殖。4月投放大规格越冬鱼种开展第一造养殖，8月中旬收获；8月下旬投放大规格鱼种开展第二造养殖，11月底收获，规避8—9月爆发链球菌病的风险，延长池塘养殖周期；同时通过外池塘套养罗氏沼虾(Macrobrachium rosenbergii)、鲢(Hypophthalmichthys molitrix)和鳙(Aristichthys nobilis)等措施，达到高产、高效，为罗非鱼池塘循环水槽养殖模式推广提供参考。
1. 材料与方法
1.1 池塘循环水槽养殖系统
IPRS位于1口面积为1.28 hm2的池塘内，主体采用砖混结构，规格为25.0 m×15.8 m×2.0 m，由3条独立水槽组成，每条水槽的规格为22.0 m×5.0 m×2.0 m，本研究使用1#和2#水槽。集污槽在流水槽后部，规格为15.0 m×3.0 m×2.0 m。池塘靠近水槽的一侧建有1个沉淀池，规格为4.0 m×2.0 m×1.5 m，连接1条100 m长的过滤水渠，过滤水渠中铺设麦饭石、海粗沙和活性炭。在流水槽前侧设置水生植物 (水葫芦)净化区，规格为50.0 m×20.0 m。在水槽后侧设置水生植物吸收转化区，面积为240 m2，由30个生物浮床组成，每个浮床的规格为4.0 m×2.0 m，种植空心菜。IPRS配套设备主要包括3套气提式推水增氧系统，1套底层增氧系统，1套吸污系统，4台叶轮式增氧机、1台涌浪式增氧机和备用发电机，图1为系统整体示意图。
1.2 传统池塘养殖模式
以传统池塘养殖模式为对照组。对照组为静水池塘，日常能进行少量换水，与IPRS位于同一养殖基地，池塘面积0.47 hm2，平均水深1.8 m，养殖用水与IPRS来源相同，池塘水面设置两台叶轮式增氧机。
1.3 苗种放养
本研究使用的吉富罗非鱼(GIFT, Oreochromis niloticus)来自国家级广西南宁罗非鱼良种场，罗氏沼虾来自国家级广西南宁罗氏沼虾良种场，鲢、鳙从当地购买。对照组于2018年4月17日放养吉富罗非鱼鱼种，放养鱼种19 830尾，放养密度为5尾·m−2。IPRS于2018年4月17日放养第一造罗非鱼鱼种，5月中上旬在外池塘放养鲢、鳙和罗氏沼虾，同年8月23日放养第二造罗非鱼鱼种，详细放养情况见表1。
表 1 IPRS苗种放养Table 1. Fingerlings allocation in IPRS项目
item面积/m2
area种类
species规格/g
size时间
time密度/(尾·m−2)
density数量/尾
quantity/ind.1#水槽 1# Raceway 110 罗非鱼 36.6±2.8 2018-04-17 183.00 20 220 2#水槽 2# Raceway 110 罗非鱼 36.6±2.8 2018-04-17 274.00 30 090 外池塘 outer pond 12 405 鲢 758.0±85.2 2018-05-10 0.08 1 000 鳙 500.0±36.7 2018-05-10 0.03 400 罗氏沼虾 1.00±0.09 2018-05-06 23.44 300 000 1#水槽 1# Raceway 110 罗非鱼 185.2±15.8 2018-08-23 154.00 16 890 2#水槽 2# Raceway 110 罗非鱼 185.2±15.8 2018-08-23 215.00 23 660 1.4 养殖管理
每天投喂两次，投喂质量为鱼体总质量的3%~8%，上午(7:00—9:00)投喂日粮的40%，下午(16:00—18:00)投喂60%，具体情况根据天气、水温和鱼类活动情况等及时调整。IPRS在投喂饵料时，适当控制投饵速度，保证饵料不漂出流水槽，外池塘罗氏沼虾和鲢、鳙在养殖期间不投饵。
IPRS在实验期间不换水，适时添补因蒸发、渗漏损失的水。投喂饲料3 h后开启吸污装置，吸污持续时间15~20 min，抽提出的尾水排放到池塘边的沉淀池，再经过过滤水渠过滤后流回池塘，沉淀物用作农作物肥料。传统池塘养殖模式定期换水，并根据水色、透明度的情况适时使用生物制剂调节水质。
每天定时巡塘，观察鱼类的活动并检查设备是否正常运行等。IPRS根据流水槽内罗非鱼的规格及载鱼量等情况，适时调整气提式推水增氧机阀门，控制流水槽内水流速度；根据溶氧情况，适时开启辅助增氧装置，定期清理水生植物净化区内的水葫芦。在6—10月空心菜生长旺季，每15~20 d收割1次。
1.5 样本采集和测定
实验开始后，每月17号测试2种养殖模式池塘的水质，上午10时采集水样。IPRS在池塘四角和1#、2#水槽中部设置采样点，对照组在池塘四角和进出水口设置采样点，每月17日测定透明度、温度和溶解氧(DO)。采集水面下50 cm处水样2 L，混合后，按照《水和废水监测分析方法》[11]，分别测定酸碱度(pH)、氨氮(NH4 +-N)和亚硝酸盐氮(NO2 −-N)，根据同一测定时间IPRS池塘氨氮和亚硝酸盐浓度相对对照组浓度减少的百分比，计算IPRS养殖模式下对氨氮和亚硝酸盐去除率。养殖结束后统计两条水槽和外池塘养殖产量和养殖效益，计算绝对生长率(absolute growth rate，RAG)、饲料系数(feed coefficient rate，RFC)和成活率(survival rate，RS)。
$$ R_{\rm AG}=({W_2}-{W_1})/{t} $$ $$ R_{\rm FC} = F/({W_2} - {W_1}) $$ $$ R_{\rm S} = {N_2}/{N_1}\times 100{\text{%}} $$ 式中W1为鱼的初始平均质量(g)；W2为鱼的终末平均质量(g)；t为饲养天数(d)；F为每尾鱼的平均总摄食量(g)；N1为初始鱼尾数；N2为终末鱼尾数。
1.6 数据统计
数据结果用“平均值±标准差(
$\overline X \pm {\rm{SD}} $ )”表示。2. 结果
2.1 养殖结果
2.1.1 2种养殖模式结果对比
IPRS第一造养殖122 d，2018年8月17日起捕上市；第二造养殖100 d，2018年11月30日起捕上市；对照组池塘养殖187 d，2018年10月21日起捕上市，吉富罗非鱼养殖结果见表2。结果显示，利用IPRS养殖吉富罗非鱼，在生长速度、饵料利用和养殖产量方面均优于对照组池塘。IPRS外池塘罗氏沼虾平均规格为(25.0±6.85) g，成活率为26.8%，产量为2 012 kg；鲢平均规格为(1 812.5±268.12) g，成活率为98.7%，产量为1 789 kg；鳙平均规格为(2 058.5±328.57) g，成活率为97.4%，产量为801 kg。IPRS中流水槽内养殖吉富罗非鱼，外池塘套养罗氏沼虾等品种，充分利用池塘水体；两造养殖期为222 d，高于对照组187 d，池塘使用时间延长，池塘使用效率明显提高。
表 2 2种养殖模式养殖结果Table 2. Farming results of two farming models项目
item起捕均质量/g
average mass成活率/%
survival rate绝对生长率/(g·d－ 1)
absolute growth rate饲料系数
feed coefficient rate收获总量/kg
total harvest单位产量/(kg·hm－ 2)
specific yieldIPRS第一造
IPRS first production574.73±74.75 83.38 4.48 1.12 24 107 28 261 IPRS第二造
IPRS second production680.69±88.49 93.35 4.96 1.17 25 730 30 164 传统池塘养殖模式
traditional pond aquaculture630.5±95.25 92.28 3.17 1.32 11 529 24 530 2.1.2 各水槽养殖结果
IPRS中将全池塘吉富罗非鱼集中到流水槽，单位养殖密度远高于对照组，第一造2#流水槽成活率和绝对生长率较低，推测是放养密度过高，环境胁迫强度高，导致其成活率偏低(表3)。养殖过程中无疾病暴发，两造吉富罗非鱼成活率均高于80%。结果显示，利用IPRS进行吉富罗非鱼一年两造养殖，能避开8—9月疾病高发期，成活率、单位产量与此前实验50%成活率、72.4 kg·m−2单位产量相比明显提高[6]；第二造养殖在起捕均质量、成活率、日增量、收获总量和单位产量方面均优于第一造养殖。
表 3 各流水槽养殖结果Table 3. Farming results of IPRS项目
item流水槽编号
runway No.起捕均质量/g
average mass成活率/%
SR绝对生长率/(g·d－ 1)
AGR饲料转化率
FCR收获总量/kg
TH单位产量/
(kg·m－ 2)
SY第一造
first production1# 635.7±86.60 87.98 4.99 1.17 11 296 102.7 2# 529.9±70.63 80.35 4.11 1.09 12 811 116.5 第二造
second production1# 695.3±94.42 94.25 5.10 1.19 11 065 100.6 2# 670.2±91.88 92.71 4.85 1.16 14 665 133.3 2.2 经济效益
2.2.1 养殖投入
罗非鱼养殖成本主要包括苗种、塘租、饲料、电费、药品、人工和其他(捕捞、调水等)。对照组池塘养殖模式每公顷养殖成本为199 862元，其中饲料成本(74.52%)占比最高，其次为塘租(8.91%)成本。IPRS第一造养殖每公顷成本为213 942元，其中饲料成本(66.03%)占比最高，其次为苗种(9.97%)成本(表4)。IPRS第二造养殖每公顷成本为229 092元，饲料成本(52.48%)占比最高，其次为苗种(27.73%)成本，由于第二造养殖鱼种规格相对较大，苗种投入明显高于第一造。IPRS外池塘套养品种不投喂饲料，养殖成本仅为苗种成本和捕捞成本。结果显示，IPRS养殖吉富罗非鱼相较于传统池塘养殖模式，养殖成本较高。在养殖成本构成中，IPRS固定成本(塘租和人工)占比降低，可变成本占比升高。
表 4 养殖成本构成Table 4. Cost structure of tilapia farming项目
item传统池塘养殖模式
traditional pond aquacultureIPRS 第一造
IPRS first productionIPRS 第二造
IPRS second productionIPRS 外池塘
IPRS rest pond金额/元
sum of money/Yuan占比/%
percentage金额/元
sum of money/Yuan占比/%
percentage金额/元
sum of money/Yuan占比/%
percentage金额/元
sum of money/Yuan占比/%
percentage苗种 fingerling 15 262 7.64 21 323 9.97 63 533 27.73 8 750 91.80 塘租 pond rent 17 811 8.91 8 906 4.16 8 906 3.89 − − 饲料 feed 148 938 74.52 141 265 66.03 120 221 52.48 − − 电费 electricity cost 3 000 1.50 14 909 6.97 10 650 4.65 − − 药品 fishery medicine 1 800 0.90 8 789 4.11 7 031 3.07 − − 人工 labor cost 6 751 3.38 14 063 6.57 14 063 6.14 − − 其他 other cost 6 300 3.15 4 688 2.19 4 688 2.05 781 8.20 总计 total cost 199 862 100.00 213 942 100.00 229 092 100.00 9 531 100.00 2.2.2 养殖效益
养殖效益见表5。对照组池塘养殖模式养殖产量为11 529 kg，起捕时成鱼售价为9.6元·kg−1，共收入110 679元，利润为16 744元，投资回报率为17.83%。折合每公顷投入199 862元，产出235 487元，利润35 616元。IPRS第一造罗非鱼产量为24 107 kg，起捕时成鱼售价为9.6元·kg−1，共收入231 428元，利润为48 864元，投资回报率为26.77%；第二造罗非鱼产量为25 730 kg，起捕时成鱼售价为9.0元·kg−1，共收入231 570元，利润为36 078元，投资回报率为18.45%；外池塘套养品种中，鲢产出14 901元，鳙产出6 209元，罗氏沼虾产出120 720元。利用IPRS进行罗非鱼一年两造养殖，外池塘套养鲢、鳙和罗氏沼虾，每条流水槽平均投入193 095元，产出279 509元，利润86 414元，折合每公顷投入452 566元，产出655 099元，利润为202 533元，投资回报率44.75%。结果显示，IPRS通过在流水槽内养殖吉富罗非鱼，外池塘套养其他养殖品种，提高池塘整体使用效率，养殖效益与传统养殖模式相比明显提升。
表 5 养殖效益Table 5. Farming profit analysis项目
item品种
speicies产量/kg
yield价格/(元·kg−1)
price投入/元
input cost/Yuan产出/kg
output利润/元
profit/Yuan回报率/%
return rate传统池塘养殖模式
traditional pond aquaculture吉富罗非鱼 11 529 9.6 93 935 110 679 16 744 17.83 IPRS 第一造
IPRS first production吉富罗非鱼 24 107 9.6 182 564 231 428 48 864 26.77 IPRS 第二造
IPRS second production吉富罗非鱼 25 730 9.0 195 492 231 570 36 078 18.45 IPRS 外池塘
IPRS rest pond鲢 1 789 9.0 1 533 16 101 14 568 950.29 鳙 801 9.0 1 333 7 209 5 876 440.81 罗氏沼虾 2 012 60.0 9 333 120 720 111 387 1 193.45 2.3 水质参数
2.3.1 pH、溶解氧、透明度和温度变化
部分水质参数见表6。IPRS在池塘四角设置叶轮增氧设备，流水槽内推水增氧设备24 h运行，全池塘水体一直处于循环状态，水槽内外水质无差异。利用IPRS进行罗非鱼一年两造养殖，在整个养殖周期内，水温介于24.6~32.6 ℃，溶解氧介于4.34~8.05 mg·L−1，pH介于7.4~7.8；对照组池塘养殖模式在整个养殖周期内，水温介于26.8~32.9 ℃，溶解氧介于3.53~7.79 mg·L−1，pH介于7.5~7.7，均符合渔业水质标准(GB 11607—89)。结果显示，IPRS中池塘水温略低于传统池塘养殖模式，透明度介于47~49 cm，对照组池塘透明度随着实验进行，透明度逐渐降低。
表 6 实验期间pH、溶解氧、透明度和温度变化Table 6. Change of water quality during test项目
item取样时间/月-日
sampling time/Mon-Dat酸碱度
pHρ (溶解氧)/(mg·L−1)
DO透明度/cm
transparency温度/℃
temperature传统池塘养殖模式
traditional pond aquaculture4-17 7.5 7.20 48 26.8 5-17 7.7 7.79 46 30.6 6-17 7.7 5.26 45 31.7 7-17 7.6 3.97 42 32.3 8-17 7.6 3.53 35 32.4 9-17 7.5 4.63 32 32.9 10-17 7.7 5.69 35 27.9 池塘循环水槽养殖模式
IPRS4-17 7.4 8.05 48 26.4 5-17 7.7 5.60 47 30.8 6-17 7.7 4.34 49 31.1 7-17 7.7 6.08 49 31.5 8-17 7.7 5.17 49 31.8 9-17 7.6 6.24 48 32.6 10-17 7.8 6.15 47 27.5 11-17 7.8 7.48 49 24.6 2.3.2 氨氮和亚硝酸盐变化
2种养殖模式池塘水体中氨氮和亚硝酸盐浓度见表7。本研究中对照组水体中的氨氮和亚硝酸盐不断累积，浓度随养殖时间呈现递增趋势。养殖结束时氨氮和亚硝酸盐质量浓度分别达到1.35 mg·L−1和0.164 mg·L−1。IPRS中配备有吸污装置，并在外池塘设置了水生植物浮床，水体中氨氮浓度呈现波动变化，亚硝酸盐浓度随养殖时间递增，氨氮质量浓度介于0.47~0.87 mg·L−1，在6月至10月间氨氮的去除率分别达到66.7%、29.9%、26.8%、44.9%和58.5%；亚硝酸盐浓度介于0.028~0.095 mg·L−1，在5月至10月间亚硝酸盐的去除率分别达到48.6%、15.6%、20.7%、22.4%、46.6%、67.1%和58.5%，均在罗非鱼的适宜范围之内。
表 7 氨氮和亚硝酸盐质量浓度变化Table 7. Change in ammonia nitrogen and nitrite concentration项目
item取样时间/月-日
sampling time/Mon-Dat池塘循环水槽养殖模式
IPRS传统池塘养殖模式
traditional pond aquaculture去除率/%
removal rateρ(氨氮)/(mg·L−1)
ammonia nitrogen4-17 0.47 0.37 − 5-17 0.57 0.56 −2.0 6-17 0.24 0.72 66.7 7-17 0.47 0.67 29.9 8-17 0.71 0.97 26.8 9-17 0.59 1.07 44.9 10-17 0.56 1.35 58.5 11-17 0.88 − − ρ(亚硝酸盐)/(mg·L−1)
nitrite concentration4-17 0.025 0.024 − 5-17 0.018 0.035 48.6 6-17 0.038 0.045 15.6 7-17 0.046 0.058 20.7 8-17 0.052 0.067 22.4 9-17 0.055 0.113 46.6 10-17 0.054 0.164 67.1 11-17 0.095 − − 3. 讨论
3.1 池塘循环水槽养殖模式提高了罗非鱼养殖效率
利用IPRS进行吉富罗非鱼一年两造养殖，能缩短养殖期，提高IPRS使用率，大幅提升养殖产量。IPRS配备推水增氧设备，运行时在流水槽内形成富氧流水环境，水流速度为0.04~0.07 m·s−1。在流水环境中，大多数鱼类具有溯流习性，合理的水流速度对鱼类的摄食、生长、和形态等产生积极影响[12-14]。养殖结果显示，流水槽内罗非鱼的平均生长速度分别达到4.48 g·d−1和4.96 g·d−1，远高于对照组的3.17 g·d−1；饲料系数为1.1～1.2，明显低于对照组(1.32)，这与宋宏等[15]的研究结果相似。IPRS能够提高罗非鱼生长速度，缩短养殖期。广西南宁地区罗非鱼的生长期为每年4月中旬至11月下旬，投放大规格鱼种(200 g·尾−1以上)可进行一年两造养殖，传统池塘养殖模式多采用当年培育罗非鱼鱼种，养殖期6~8个月，一年进行一造养殖[16]。本研究中对照组投放吉富罗非鱼鱼种规格为36.6 g·尾−1，养殖期为187 d。IPRS第一造投放规格为36 g·尾−1，养殖期为120 d。第二造投放规格为185.2 g·尾−1，养殖期为100 d。开展一年两造养殖，减少池塘的空置时间，提高了IPRS的使用率。袁媛等[17]调查广西地区池塘养殖罗非鱼的年平均产量为15 000~17 000 kg·hm−2，本研究采用大规格鱼种，对照组池塘养殖模式产量为24 530 kg·hm−2，高于广西地区平均值，但仍与IPRS有较大差距，利用IPRS一年两造养殖吉富罗非鱼产量为58 402 kg·hm−2，为传统池塘养殖的2~4倍。推水增氧设备控制流水槽与外池塘的水体交换，提高流水槽载鱼量，此次实验第一造放养密度为58 960尾·hm−2，第二造放养密度为47 500尾·hm−2，传统池塘养殖模式罗非鱼的放养密度一般为30 000~45 000尾·hm−2。目前关于吉富罗非鱼在IPRS中的适宜养殖密度研究尚未有报道，第一造2#流水槽放养密度相对较高，养殖效果较差，推测可能是鱼体受到拥挤环境胁迫，产生应激反应，生长速度减慢，死亡率升高[18]。
在外池塘套养其他养殖品种，提高池塘整体养殖效益。IPRS中养殖单元仅占池塘总面积的3%，剩余97%的其他水域用作净化养殖尾水。近年来，养殖人员为提高养殖效益，在外池塘套养其他养殖品种，如鲢、鳙、草鱼和螺蛳等，取得了一定的经济效益[19-21]。本研究在外池塘套养罗氏沼虾、鲢和鳙，日常管理中仅对流水槽内吉富罗非鱼投饵，罗氏沼虾、鲢和鳙以罗非鱼残饵、粪便以及外池塘水体中的浮游生物为食[22]。外池塘套养其他品种，提高了其净水能力，也增加了池塘整体的养殖效益。两造罗非鱼养殖结果较好，产值分别达到231 428元和231 570元，回报率分别为26.77%和18.45%。外池塘套养品种投入较少，仅需苗种和捕捞投入。在养殖效益方面，3种套养动物取得较好的养殖效益，其中罗氏沼虾由于市场价格高(60元·kg−1)，取得了120 720元的经济效益。外池塘套养品种提高IPRS整体的养殖效益，研究结果显示，利用IPRS进行罗非鱼一年两造养殖，每公顷投入452 566元，产出655 099元，利润为202 533元，投资回报率44.75%，与对照组池塘相比明显提高。在外池塘开展养殖作业能提高养殖效益，放养种类和密度过高时，会造成池塘生态系统满负荷运转，增加养殖风险[23]。
3.2 罗非鱼一年两造养殖降低了高温期病害风险
利用IPRS进行罗非鱼一年两造养殖，避开8—9月链球菌病高发期，降低养殖风险。近年来，罗非鱼链球菌病频发，给整个罗非鱼养殖产业造成巨大的经济损失[24-25]。链球菌病的发生与池塘水温和养殖密度有关，水温超过32 ℃发病概率显著增加[26]，养殖密度过高引起鱼类产生应激反应，增加罗非鱼链球菌病的感染概率[27]。一般而言，IPRS将全池塘罗非鱼集中到占据池塘总面积3%的流水槽中，单位养殖密度更高，在高温季节爆发链球菌病的风险更高。此前进行的罗非鱼一年一造的养殖研究中，6月下旬放养罗非鱼鱼种，8月上旬时爆发链球菌病，导致整个养殖期内罗非鱼存活率仅为50%左右[10]。本研究中利用IPRS进行一年两造养殖罗非鱼，养殖过程中无链球菌病暴发，两造养殖成活率均超过80%。养殖过程中池塘水温受气候影响难以控制，8—9月流水槽内平均水温均超过32 ℃，属于罗非鱼链球菌病高发季。卢迈新[28]认为减少鱼体应激是预防罗非鱼链球菌病的第一步；宋志飞等[29]研究发现，低养殖密度能减少俄罗斯鲟(Acipenser gueldenstaedti)幼鱼的应激效应，提高生长速度和成活率。本研究在8月中旬完成第一造养殖并起捕上市，8月下旬投放鱼种进行第二造养殖，流水槽中罗非鱼规格相对较小、养殖密度低，减少了罗非鱼的应激效应，降低了罗非鱼感染链球菌病的发病概率。对照组池塘中吉富罗非鱼在8—9月规格较大，且池塘水温超过32 ℃，为降低养殖风险，每天投饵量减半，导致生长速度减慢，养殖期延长。
3.3 池塘循环水槽养殖模式能提升池塘整体生态净化效能
IPRS对养殖尾水的处理主要依靠流水槽后端吸污设备的抽提分离和外池塘大水面的净化作用。近年来在推广IPRS的过程中，普遍存在净水效能不充分等问题[30]。此前进行的吉富罗非鱼一年一造养殖过程中，养殖中后期水体中含氮化合物浓度显著升高[10]。何杰等[31]研究发现吉富品系罗非鱼的排泄周期为2~3 h。蒋艾青[32]研究发现鱼类残饲和排泄物在水体中超过8~12 h，水质恶化速度加快。根据罗非鱼的摄食节律，确定投喂饲料3 h后开启吸污装置，减少粪便在池塘水体中的存在时间，提高了吸污装置的工作效率。张志山等[33]研究发现，空心菜浮床能改善养殖水质，对氮磷化合物有明显的吸收效果。本实验在IPRS外池塘设置水生植物净化区和吸收转化区，面积1 240 m2，占据池外池塘总面积的10%，整个养殖期内水体中的氨氮和亚硝酸盐浓度均在罗非鱼的适宜生存范围之内，与对照组传统池塘养殖相比，氨氮和亚硝酸盐的去除率最高达到66.7%和67.1%，这与宋超等[34]的研究结果相似，在集约化池塘中采用浮床种植空心菜能够对水体主要污染物实现有效控制。
综上所述，利用IPRS进行吉富罗非鱼一年两造养殖，投放大规格鱼种，提高了罗非鱼的养殖成活率和养殖产量，避开8—9月疾病高发期，降低养殖风险，养殖成活率可达80%以上，养殖产量58 402 kg·m−2。外池塘套养罗氏沼虾、鲢和鳙，实现IPRS的高效利用，每公顷产值655 099元，利润202 533元，投资回报率44.75%。搭建植物浮床，并合理使用吸污设备，提高IPRS的尾水处理能力，可使整个养殖周期水质指标均在罗非鱼适宜的生存范围之内。
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表 1 净化对牡蛎中诺如病毒消除效果的影响
Table 1 Effect of purification on elimination of NoV in oysters
诺如病毒类型
Genotype净化时间
Clarification time诺如病毒初始拷贝数
Initial copies净化后诺如病毒拷贝数
Copies after depuration参考文献
ReferenceGII 23 h 2.7×104 拷贝·g−1 3.9×104 拷贝·g−1 [43] GI 8 d 1.4×104 拷贝·g−1 4.6×103 拷贝·g−1 [44] 8 d 5.9×104 拷贝·g−1 7.6×103 拷贝·g−1 GII 10 d 1.7×103 拷贝·g−1 1.8×103 拷贝·g−1 [45] GI 8 周 3.8×104 拷贝·g−1 <100 拷贝·g−1 [44] GI 6 周 (1~2)×106 拷贝·个−1 1×104 拷贝·个−1 [46] 6 周 (1~2)×106 拷贝·个−1 3.8×104 拷贝·个−1 
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表 2 超高压对牡蛎中诺如病毒消减效果的影响
Table 2 Effects of high hydrostatic pressure on inactivation effect of NoV in oysters
型别
Genotype加压基质
Matrix压力
Pressure/MPa温度
Temperature/℃时间
t/min初始拷贝数
Initial copies/lg诺如病毒减少量
Reduction/lg参考文献
ReferenceGII.4 牡蛎上清液 300 25 5 4 1.0 [41] 6 3.5 400 25 1.4 6 3.9 500 25 1.7 6 >4.0 600 25 1.7 6 >4.0 GII.4 牡蛎匀浆 300 25 5 4 1.7 6 2.9 400 25 3.6 6 3.6 600 25 − 6 >4.0 GI.1 牡蛎 600 6 5 4 >4.0 [38] GII.4 牡蛎匀浆 300 25 2 4~5 0.7 [39] 0 3.2 350 25 3.6 0 >4.2 GI.1 牡蛎匀浆 450 25 0.7 0 3.2 500 25 0.8 0 >4.3 600 6 5 >4
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[1] 苏来金. 诺如病毒在贝类中的分布及与牡蛎类组织血型抗原结合机制研究[D]. 上海: 上海海洋大学, 2019: 3-4. [2] WANG J, DENG Z J. Modeling and prediction of oyster norovirus outbreaks along Gulf of Mexico coast[J]. Environ Health Persp, 2016, 124(5): 627-633. doi: 10.1289/ehp.1509764
[3] 周德庆, 苏来金, 赵峰, 等. 诺如病毒在贝类中的富集特性与机制研究进展[J]. 病毒学报, 2015, 31(3): 313-317. [4] HASSAN E, BALDRIDGE M T. Norovirus encounters in the gut: multifaceted interactions and disease outcomes[J]. Mucosal Immunol, 2019, 12: 1259-1267. doi: 10.1038/s41385-019-0199-4
[5] 俞进存, 向以斌, 靳淼, 等. 2015~2018年玉溪市5岁以下儿童诺如病毒分子流行病学分析[J]. 病毒学报, 2020, 36(3): 110-118. [6] 王美欢, 郭莉敏, 凌水权. 一起幼儿园诺如病毒感染性腹泻暴发调查[J]. 寄生虫病与感染性疾病, 2020(1): 41-44. [7] WESTRELL T, DUSCH V, ETHELBERG S, et al. Norovirus outbreaks linked to oyster consumption in the United Kingdom, Norway, France, Sweden and Denmark, 2010[J]. Eurosurveillance, 2010, 15(12): 19524.
[8] BAKER K, MORRIS J, MCCARTHY N, et al. An outbreak of norovirus infection linked to oyster consumption at a UK restaurant, February 2010[J]. Public Health, 2011, 33(2): 205-211. doi: 10.1093/pubmed/fdq089
[9] KRONEMAN A, VENNEMA H, HARRIS J, et al. Increase in norovirus activity reported in Europe[J]. Weekly Releases, 2006, 11(50): 3093.
[10] WANG X, WEI Z, GUO J, et al. Norovirus activity and genotypes in sporadic acute diarrhea in children in Shanghai during 2014–2018[J]. J Pediat Inf Dis Soc, 2019, 38(11): 1085. doi: 10.1097/INF.0000000000002456
[11] DICAPRIO E, YE M, CHEN H, et al. Inactivation of human norovirus and Tulane virus by high pressure processing in simple mediums and strawberry puree[J]. Agroecol Sust Food, 2019, 3: 26.
[12] KIM S Y, KO G. Using propidium monoazide to distinguish between viable and nonviable bacteria, MS2 and murine norovirus[J]. Lett Appl Microbiol, 2012, 55(3): 182-188. doi: 10.1111/j.1472-765X.2012.03276.x
[13] SARMENTO S K, GUERRA C R, MALTA F C, et al. Human norovirus detection in bivalve shellfish in Brazil and evaluation of viral infectivity using PMA treatment[J]. Mar Poll Bull, 2020, 157: 111315. doi: 10.1016/j.marpolbul.2020.111315
[14] RANDAZZO W, LÓPEZ-GÁLVEZ F, ALLENDE A, et al. Evaluation of viability PCR performance for assessing norovirus infectivity in fresh-cut vegetables and irrigation water[J]. Int J Food Microbiol, 2016, 229: 1-6. doi: 10.1016/j.ijfoodmicro.2016.04.010
[15] AHMED H, MAUNULA L, KORHONEN J. Reduction of norovirus in foods by nonthermal treatments: a review[J]. J Food Protect, 2020, 83(12): 2053-2073. doi: 10.4315/JFP-20-177
[16] LIU D, ZHANG Z, HEWITT J, et al. Surveillance of human norovirus in oysters collected from production area in Shandong Province, China during 2017–2018[J]. Food Control, 2020, 121(10): 7649.
[17] MEGHNATH K, HASSELBACK P, MCCORMICK R, et al. Outbreaks of norovirus and acute gastroenteritis associated with British Columbia oysters, 2016 –2017[J]. Food Environ Virol, 2019, 11(2): 138-148. doi: 10.1007/s12560-019-09374-4
[18] UEKI Y, AMARASIRI M, KAMIO S, et al. Human norovirus disease burden of consuming Crassostrea gigas oysters: a case-study from Japan[J]. Food Control, 2021, 121: 107556. doi: 10.1016/j.foodcont.2020.107556
[19] GUIX S, FUENTES C, PINTO R M, et al. Infectivity of norovirus GI and GII from bottled mineral water during a waterborne outbreak, Spain[J]. Emerg Infect Dis, 2020, 26(1): 134.
[20] MCINTYRE L, GALANIS E, MATTISON K, et al. Multiple clusters of norovirus among shellfish consumers linked to symptomatic oyster harvesters[J]. J Food Protect, 2012, 75(9): 1715-1720. doi: 10.4315/0362-028X.JFP-12-113
[21] GYAWALI P, FLETCHER G C, MCCOUBREY D J, et al. Norovirus in shellfish: an overview of post-harvest treatments and their challenges[J]. Food Control, 2019, 99: 171-179. doi: 10.1016/j.foodcont.2018.12.049
[22] 寇晓霞, 吴爱武, 范宏英. 广东省市售牡蛎中诺如病毒污染调查[J]. 现代预防医学, 2018, 45(24): 29-32. [23] 吕素玲, 谭冬梅, 姚雪婷, 等. 广西养殖牡蛎中诺如病毒的污染状况及风险评估[J]. 中国食品卫生杂志, 2018, 30(5): 509-513. [24] 马丽萍. 贝类中诺如病毒的风险评估及与组织血型抗原相关性[D]. 上海: 上海海洋大学, 2013: 38. [25] MA L, SU L, LIU H, et al. Norovirus contamination and the glycosphingolipid biosynthesis pathway in Pacific oyster: a transcriptomics study[J]. Fish Shellfish Immunol, 2017, 66: 26-34. doi: 10.1016/j.fsi.2017.04.023
[26] Le GUYADER F S, KROL J, AMBERT-BALAY K, et al. Comprehensive analysis of a norovirus-associated gastroenteritis outbreak, from the environment to the consumer[J]. J Clin Microbiol, 2010, 48(3): 915-920. doi: 10.1128/JCM.01664-09
[27] Le GUYADER F S, PARNAUDEAU S, SCHAEFFER J, et al. Detection and quantification of noroviruses in shellfish[J]. Appl Environ Microb, 2009, 75(3): 618-624. doi: 10.1128/AEM.01507-08
[28] 刘慧, 马丽萍, 赵峰, 等. 长牡蛎类 HBGAs 的提取与组织分布以及温度和盐度对其表达的影响[J]. 中国食品学报, 2019, 19(2): 236-243. [29] 刘萌, 刘慧, 赵峰, 等. 溶氧量及 pH对太平洋牡蛎类 A 型组织血型抗原表达的影响研究[J]. 食品安全质量检测学报, 2019(8): 7. [30] MA L, LIU H, SU L, et al. Histo-blood group antigens in Crassostrea gigas and binding profiles with GII.4 Norovirus[J]. J Oceanol Limnol, 2018, 36(4): 1383-1391. doi: 10.1007/s00343-018-7024-x
[31] QUANG LE H, SUFFREDINI E, TIEN PHAM D, et al. Development of a method for direct extraction of viral RNA from bivalve molluscs[J]. Lett Appl Microbiol, 2018, 67(5): 426-434. doi: 10.1111/lam.13065
[32] ZHANG L, XUE L, GAO J, et al. Development of a high-efficient concentrated pretreatment method for noroviruses detection in independent oysters: an extension of the ISO/TS 15216-2: 2013 standard method[J]. Food Control, 2019, 111: 107032.
[33] IMAMURA S, KANEZASHI H, GOSHIMA T, et al. Next-generation sequencing analysis of the diversity of human noroviruses in Japanese oysters[J]. Foodborne Pathog Dis, 2017, 14(8): 465-471. doi: 10.1089/fpd.2017.2289
[34] STRUBBIA S, SCHAEFFER J, BESNARD A, et al. Metagenomic to evaluate norovirus genomic diversity in oysters: impact on hexamer selection and targeted capture-based enrichment[J]. Int J Food Microbiol, 2020, 323: 108588. doi: 10.1016/j.ijfoodmicro.2020.108588
[35] NASHERI N, PETRONELLA N, RONHOLM J, et al. Characterization of the genomic diversity of norovirus in linked patients using a metagenomic deep sequencing approach[J]. Front Microbiol, 2017, 8: 73.
[36] SURESH M, HARLOW J, NASHERI N. Evaluation of porcine gastric mucin assay for detection and quantification of human norovirus in fresh herbs and leafy vegetables[J]. Food Microbiol, 2019, 84: 103254. doi: 10.1016/j.fm.2019.103254
[37] KINGSLEY D H, VINCENT E M, MEADE G K, et al. Inactivation of human norovirus using chemical sanitizers[J]. Int J Food Microbiol, 2014, 171: 94-99. doi: 10.1016/j.ijfoodmicro.2013.11.018
[38] LEON J S, KINGSLEY D H, MONTES J S, et al. Randomized, double-blinded clinical trial for human norovirus inactivation in oysters by high hydrostatic pressure processing[J]. Appl Environ Microb, 2011, 77(15): 5476-5482. doi: 10.1128/AEM.02801-10
[39] YE M, LINGHAM T, HUANG Y, et al. Effects of high-hydrostatic pressure on inactivation of human norovirus and physical and sensory characteristics of oysters[J]. J Food Sci, 2015, 80(6): 1330-1335. doi: 10.1111/1750-3841.12899
[40] MONTEIRO S, SANTOS R. Enzymatic and viability RT-qPCR assays for evaluation of enterovirus, hepatitis A virus and norovirus inactivation: implications for public health risk assessment[J]. J Appl Microbiol, 2018, 124(4): 965-976. doi: 10.1111/jam.13568
[41] YE M, LI X, KINGSLEY D H, et al. Inactivation of human norovirus in contaminated oysters and clams by high hydrostatic pressure[J]. Appl Environ Microb, 2014, 80(7): 2248-2253. doi: 10.1128/AEM.04260-13
[42] ALFANO-SOBSEY E, SWEAT D, HALL A, et al. Norovirus outbreak associated with undercooked oysters and secondary household transmission[J]. Epidemiol Infect, 2012, 140(2): 276-282. doi: 10.1017/S0950268811000665
[43] MCLEOD C, POLO D, Le SAUX J C, et al. Depuration and relaying: a review on potential removal of norovirus from oysters[J]. Compr Rev Food Sci F, 2017, 16(4): 692-706. doi: 10.1111/1541-4337.12271
[44] DROUAZ N, SCHAEFFER J, FARKAS T, et al. Tulane virus as a potential surrogate to mimic norovirus behavior in oysters[J]. Appl Environ Microb, 2015, 81(15): 5249-5256. doi: 10.1128/AEM.01067-15
[45] UEKI Y, SHOJI M, SUTO A, et al. Persistence of caliciviruses in artificially contaminated oysters during depuration[J]. Appl Environ Microb, 2007, 73(17): 5698-5701. doi: 10.1128/AEM.00290-07
[46] CHOI C, KINGSLEY D H. Temperature-dependent persistence of human norovirus within oysters (Crassostrea virginica)[J]. Food Environ Virol, 2016, 8(2): 141-147. doi: 10.1007/s12560-016-9234-8
[47] 李汴生, 黄雅婷, 阮征. 非热杀菌技术在生食水产品中的应用研究进展[J]. 水产学报, 2020, 44(10): 1-18. [48] GAYÁN E, GOVERS S K, AERTSEN A J B C. Impact of high hydrostatic pressure on bacterial proteostasis[J]. Biophys Chem, 2017, 231: 3-9. doi: 10.1016/j.bpc.2017.03.005
[49] SIDO R F, HUANG R, LIU C, et al. High hydrostatic pressure inactivation of murine norovirus and human noroviruses on green onions and in salsa[J]. Int J Food Microbiol, 2017, 242: 1-6. doi: 10.1016/j.ijfoodmicro.2016.11.003
[50] LOU F, NEETOO H, CHEN H, et al. High hydrostatic pressure processing: a promising nonthermal technology to inactivate viruses in high-risk foods[J]. Annu Rev Food Sci T, 2015, 6: 389-409. doi: 10.1146/annurev-food-072514-104609
[51] KINGSLEY D H. High pressure processing of bivalve shellfish and HPP's use as a virus intervention[J]. Foods, 2014, 3(2): 336-350. doi: 10.3390/foods3020336
[52] BONFIM R C, OLIVEIRA F A D, GODOY R L D O, et al. A review on high hydrostatic pressure for bivalve mollusk processing: relevant aspects concerning safety and quality[J]. Food Sci Technol, 2019, 39(3): 515-523. doi: 10.1590/fst.26918
[53] RENDUELES E, OMER M K, ALVSEIKE O, et al. Microbiological food safety assessment of high hydrostatic pressure processing: a review[J]. LWT-Food Sci Technol, 2011, 44(5): 1251-1260. doi: 10.1016/j.lwt.2010.11.001
[54] HEINZ V, BUCKOW U R. Food preservation by high pressure[J]. J Consum Prot Food S, 2010, 5(1): 73-81. doi: 10.1007/s00003-009-0311-x
[55] KOVAČ K, DIEZ-VALCARCE M, HERNANDEZ M, et al. High hydrostatic pressure as emergent technology for the elimination of foodborne viruses[J]. Trends Food Sci Tech, 2010, 21(11): 558-568. doi: 10.1016/j.jpgs.2010.08.002
[56] VÁZQUEZ M, TORRES J A, GALLARDO J M, et al. Lipid hydrolysis and oxidation development in frozen mackerel (Scomber scombrus): effect of a high hydrostatic pressure pre-treatment[J]. Innov Food Sci Emerg, 2013, 18: 24-30. doi: 10.1016/j.ifset.2012.12.005
[57] NARWANKAR S P, FLIMLIN G E, SCHAFFNER D W, et al. Microbial safety and consumer acceptability of high-pressure processed hard clams (Mercenaria mercenaria)[J]. J Food Sci, 2011, 76(6): 375-380. doi: 10.1111/j.1750-3841.2011.02258.x
[58] KINGSLEY D H. High pressure processing and its application to the challenge of virus-contaminated foods[J]. Food Environ Virol, 2013, 5(1): 1-12. doi: 10.1007/s12560-012-9094-9
[59] LI X, CHEN H, KINGSLEY D H. The influence of temperature, pH, and water immersion on the high hydrostatic pressure inactivation of GI.1 and GII.4 human noroviruses[J]. Int J Food Microbiol, 2013, 167(2): 138-143. doi: 10.1016/j.ijfoodmicro.2013.08.020
[60] KINGSLEY D H, HOLLIMAN D R, CALCI K R, et al. Inactivation of a norovirus by high-pressure processing[J]. Appl Environ Microb, 2007, 73(2): 581-585. doi: 10.1128/AEM.02117-06
[61] KINGSLEY D H, CALCI K, HOLLIMAN S, et al. High pressure inactivation of HAV within oysters: comparison of shucked oysters with whole-in-shell meats[J]. Food Environ Virol, 2009, 1(3/4): 137. doi: 10.1007/s12560-009-9018-5
[62] TAKAHASHI M, OKAKURA Y, TAKAHASHI H, et al. Evaluation of inactivation of murine norovirus in inoculated shell oysters by high hydrostatic pressure treatment[J]. J Food Protect, 2019, 82(12): 2169-2173. doi: 10.4315/0362-028X.JFP-19-186
[63] KIM S H, SHAHBAZ H M, PARK D, et al. A combined treatment of UV-assisted TiO2 photocatalysis and high hydrostatic pressure to inactivate internalized murine norovirus[J]. Innov Food Sci Emerg, 2017, 39: 188-196. doi: 10.1016/j.ifset.2016.11.015
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期刊类型引用(9)
1. 陈晓瑛，朱华兴，徐伟领，何富宏，王国霞，黄文，孙育平. 罗非鱼脆化养殖模式效益比较分析. 广东畜牧兽医科技. 2024(01): 70-76 . 
百度学术
2. 王国栋. 罗非鱼池塘养殖技术. 农业工程技术. 2022(26): 82-83 . 百度学术
3. 刘梅，原居林，倪蒙，练青平，郭爱环. 大口黑鲈(Micropterus salmoides)不同养殖模式氮磷收支及养殖效果研究. 海洋与湖沼. 2021(03): 718-728 . 百度学术
4. 周凡，丁理法，彭建，陈刘浦，相兴伟，贝亦江，马文君，丁雪燕. 池塘内循环“跑道”与传统土池模式养成梭鱼的营养成分对比研究. 南方水产科学. 2021(03): 70-76 . 本站查看
5. 刘梅，练青平，倪蒙，郭爱环，原居林. 池塘内循环流水养殖模式对大口黑鲈生长性能、抗氧化酶、消化酶及消化道组织结构和菌群的影响. 水产学报. 2021(12): 2011-2028 . 百度学术
6. 江富美. 罗非鱼夏季养殖管理技术. 江西农业. 2020(02): 90+92 . 百度学术
7. 冯琳，连浩然，周南，宣雄志. 关于流水槽水产养殖的可行性研究. 农村实用技术. 2020(05): 90-91 . 百度学术
8. 蒋阳阳，李海洋，崔凯，吴明林，汪翔，魏泽能，周蓓蓓. 池塘工程化循环水养殖模式生态及经济效益分析. 浙江农业科学. 2020(09): 1887-1890 . 百度学术
9. 江海滨. 罗非鱼高效健康养殖技术. 现代农业科技. 2020(19): 205-206+212 . 百度学术
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