TGF-β/Smad signaling pathway responding to photoperiod for participation in regulation of zebrafish ovarian development
-
摘要:
为研究不同光周期条件下转化生长因子-β超家族/Samd (TGF-β/Smad)信号通路在斑马鱼 (Danio rerio)卵巢中的作用，利用荧光定量PCR技术检测连续黑暗 (0 L∶24 D, DD)、自然光照 (14 L∶10 D, LD)和连续光照 (24 L∶0 D, LL)条件下斑马鱼卵巢中TGF-β/Smad信号通路中相关基因的相对表达量，并利用免疫组化技术检测不同光周期条件下p-Smad2在斑马鱼卵巢中的定位情况。结果显示，在不同光周期条件下，TGF-β/Smad信号通路中信号分子在斑马鱼卵巢中的表达模式不尽相同，其中配体 (tgfb3)、受体 (tgfbr2a，tgfbr2b，tgfbr1b)和下游蛋白激酶 (smad2和smad3a)的表达趋势一致，即在不同光周期处理3 d后，上述6个基因的相对表达量DD组最高，LL组最低，但处理7 d后则呈相反趋势。在斑马鱼卵黄发生前期至充分生长未成熟期的卵母细胞中均检测到p-Smad2蛋白信号，但光周期处理后未影响p-Samd2在斑马鱼卵巢中的定位。结果表明，光周期变化可能通过改变 tgfb3/受体/蛋白激酶基因的表达模式影响斑马鱼的卵巢发育。
Abstract:To study the role of TGF-β/Smad signaling pathway in zebrafish (Danio rerio) ovary under different photoperiod conditions, we detected the relative expression of relevant genes in TGF-β/Smad signaling pathway of zebrafish ovary under continuous dark (0 L∶24 D, DD), natural photoperiod (14 L∶10 D, LD) and continuous light (24 L∶0 D, LL) using quantitative real-time PCR. The location of p-Smad2 in zebrafish ovary was detected by immunohistochemical technology. The results show that the expression patterns of genes involved in TGF-β/Smad signaling pathway were different in zebrafish ovary under different photoperiod conditions, and the expression profiles of ligand (tgfb3), receptor (tgfbr2a, tgfbr2b and tgfbr1b) and downstream protein kinase (smad2 and smad3a) were consistent. The relative expression levels of the above six genes were the highest in DD group and the lowest in LL group after 3-day treatment of different photoperiods, and an opposite trend was observed after 7 d. The p-Smad2 protein signal was detected in the development of zebrafish oocytes from previtellogenic stage (PV) to full-grown immature stage (FG). Photoperiod treatment did not affect the localization of p-Samd2 in zebrafish ovary. The results suggest that change of photoperiod might affect the ovarian development of zebrafish by changing the expression pattern of genes of tgfb3/receptor/protein kinase.
-
Keywords:
- Danio rerio /
- photoperiod /
- transforming growth factor-β /
- Smad protein /
- ovarian development
-
光照是动物生存的重要环境因子之一，能够直接或间接地影响动物自身的生长、摄食、繁殖等生理活动。在自然环境中，动物以黎明或黄昏时的光线变化作为每日可靠的线索来调节个体之间的繁殖行为[1]；硬骨鱼类和其他季节性繁殖动物一样，其繁殖周期与环境光周期变化同步[2]。在实验室条件下，研究者已经成功利用改变光照时间对众多鱼类进行生殖调控，主要包括大西洋鳕 (Gadus morhua)[3-4]、雀鲷 (Chrysiptera cyanea)[5-6]、欧洲鳗鲡 (Anguilla anguilla)[7]、浪浦斯鱼 (Cyclopterus lumpus)[8]等，极大地提高了其繁殖力和经济价值。
转化生长因子-β (transforming growth factor，TGF-β)是TGF-β超家族的重要成员之一，在细胞增殖、分化、迁移、凋亡等多种生理过程中发挥着重要作用[9]。目前，在硬骨鱼类中已被发现的TGF-β异构体有4种，分别是TGF-β1、TGF-β2、TGF-β3和TGF-β6[10]。在斑马鱼 (Danio rerio)中发现，TGF-β在初级生长期卵母细胞向卵黄发生前期卵母细胞转变过程中发挥着重要作用[11]；此外，TGF-β1能够抑制17α，20β-双羟孕酮 (17α，20β-dihydroxy-4-pregnen-3-one 17α，20β-DHP)、人绒毛膜促性腺激素 (human chorionic gonadotropin，HCG)和成熟诱导激素(maturation-inducing hormone，MIH)诱导卵母细胞成熟[12-13]。近年来研究证实，TGF-β信号通路与生物钟存在交互影响，TGF-β抑制剂 (LY-364947)能够浓度依赖性地延迟斑马鱼per1b基因的表达[14-15]，提示TGF-β信号通路受光信号调控。但到目前为止，TGF-β信号通路是否响应光周期参与调控硬骨鱼类卵巢发育的研究尚未见报道。
因此，本研究检测了不同光周期条件下TGF-β家族的3个配体 (tgfb1a、tgfb1b、tgfb2和tgfb3)、2个受体 (tgfbr2a、tgfbr2b、tgfbr1a和tgfbr1b)和2个下游蛋白激酶 (smad2、smad3a和smad3b) 共11个基因在斑马鱼卵巢发育过程中的表达变化，以及p-Smad2在斑马鱼卵巢中的定位情况，探讨不同光周期胁迫下TGF-β/Smad信号通路对斑马鱼卵巢发育的调控作用，为进一步阐明光周期对硬骨鱼类卵巢发育机制的影响和实际生产提供理论参考依据。
1. 材料与方法
1.1 实验材料
实验所需野生型雌性斑马鱼 (4~5月龄)于2018年3月6日购自上海佳誉水族馆，体质量为 (0.58±0.05) g·尾–1，体长为(3.05±0.03) cm·尾–1，共90尾。实验前于上海海洋大学适应生理学实验室自动循环水养殖系统中暂养30 d，水温28~29 ℃，溶氧6~8 mg·L–1，氨态氮0.08~0.10 mg·L–1，pH 7.5~7.7，光暗周期14 h光照 (L)∶10 h黑暗 (D)。暂养期间每天投喂2 次丰年虫，24 h不间断进行水循环。暂养结束后每隔7 d按雌雄比1∶2交配1次，规律交配4~5次后进行实验。
RNAiso Plus和反转录试剂盒 (PrimeScript™ RT reagent Kit with gDNA Eraser)购自TaKaRa公司 (美国)，荧光定量试剂盒(QuantiNovaTM SYBR Green PCR Kit)购自QIAGAN公司 (德国)，OCT包埋剂购自Sakura Americas公司 (美国)，p-Smad2抗体购自CST公司 (美国)。
1.2 实验方法
1.2.1 光周期处理及样品采集
正式实验的前一晚 (2018年5月10日)，挑选健康、体型均匀的斑马鱼按雌雄比1∶2放入产卵缸中，并将雌雄鱼用隔板隔开，产卵缸规格为115 mm×280 mm×160 mm，有效水体积3 L。第二天早晨开灯0.5 h后将隔板抽出，雌雄斑马鱼进行交配，当天晚上22:00正式开始实验。将雌性斑马鱼分别置于全光照 (24 L∶0 D，LL)、自然光照 (14 L∶10 D，LD)、全黑暗 (0 L∶24 D，DD) 3种不同的光周期环境中，实验组和对照组均为3个平行，每个平行组8尾鱼，每组共计24尾鱼。实验期间正常投喂、换水，光照强度为300 lx，室温28 ℃。在光周期处理后的第3和第7天进行取样，分别在3个平行组中随机选择6尾鱼解剖取卵巢用于RNA提取，另随机取3尾鱼解剖取卵巢用于组织切片。
1.2.2 总RNA提取及cDNA 的合成
参照RNAiso plus的说明书对获得的卵巢样品提取总RNA，利用琼脂糖凝胶电泳和核酸蛋白测定仪检测提取总RNA的完整性、纯度和浓度。以上述总RNA为模板，按照反转录试剂盒步骤进行反转录合成cDNA。所有cDNA模板稀释10倍后于−40 ℃保存备用。
1.2.3 荧光定量PCR
以上述cDNA稀释液为模板，依照荧光定量试剂盒说明书将样品置于ABI 7500 Real Time PCR仪中进行定量分析，荧光定量PCR实验所需引物见表1。反应体系为2×SYBR Green PCR Master Mix 10 μL，QN ROX Reference Dye 0.1 μL，RNase-free water 6.9 μL，10 μmol·L–1上、下游引物各0.5 μL，cDNA 模板稀释液2 μL。反应条件为95 ℃，2 min；95 ℃，5 s；60 ℃，40 s，40个循环。以ef1a为内参基因，采用2–ΔΔCT方法计算目的基因的mRNA相对表达量。
表 1 实时荧光定量PCR所用引物序列Table 1. Primer sequences used for quantitative real-time PCR基因
gene引物序列 (5'−3')
primer sequenceGenBank登录号
GenBank accession No.ef1a[16] F: GGCTGACTGTGCTGTGCTGATTG NM_131263 R: CAGACTTGTGGCAGGTGTAA tgfb1a F: TGTACCCGCAATCCTTGACC NM_182873.1 R: CCGACTGAGAAATCGAGCCA tgfb1b F: ATAGCAGGTTTGTCCCGCAA XM_687246.8 R: ATAGGAGCAAGAGCCAGTGC tgfb2 F: CAACAGCAAAGTGGTTCGCA NM_194385.1 R: AATGTGGAGACTGACCGCTG tgfb3 F: GGACCGAGCAGAGAATCGAG NM_194386.2 R: CGTCGAAGGAAACCCACTCA tgfbr2a F: ATGTCTGCTCTTCTCCGCAC XM_009293931.3 R: AGCATCGGCTTTAGTGGGTC tgfbr2b F: TCACGTCCAGATGTAACGCC NM_182855.3 R: CAGTTTGTCCAGGTCGTCGT tgfbr1a F: GTGTCAATCGGTCGTGCAAC NM_001037683.2 R: CACACAGATGGGGACAGCAA tgfbr1b F: GAGTCGGCACCAAACGGTAT NM_001115059.1 R: CTGCCATCTGTTGGGGATGT smad2 F: AAGTCTGCGTCAATCCCTACCACT NM_001290015.1 R: TAGTCGTCCAAAGGTGGCAACTCA smad3a F: CAAACCTGTCACCGAACCCT NM_131571.2 R: GCAGTCCGAGACAAAAACGC smad3b F: TGGACACAGGTTCTCCAACG NM_175083.2 R: TGGAAAGTCTCACCGACACG 1.2.4 冰冻切片及免疫组化
斑马鱼卵巢于4%多聚甲醛4 ℃固定过夜，经20%蔗糖、30%蔗糖梯度脱水后用OCT包埋剂包埋，待组织沉降到模具底部且无气泡时于冰冻切片机上切片 (8 μm)。切片经水化后用3%过氧化氢（H2O2）消除过氧化物酶活性，用10%牛血清室温封闭30 min， p-Smad2 (1∶200) 4 ℃孵育过夜，加入相应二抗37 ℃孵育45 min，DAB显色后用苏木精复染30 s，脱水、透明、中性树脂封片。每个切片样本均设置阴性对照组，阴性对照组中使用PBS代替一抗，其余操作步骤与实验组一致。
1.2.5 斑马鱼卵母细胞分期标准
按照Selman等[17]、Huang和Ge[18]的分期标准，将斑马鱼卵母细胞分为5个时期：初级生长期 (primary growth stage, PG, ~0.15 mm)；卵黄发生前期 (previtellogenic stage, PV, ~0.25 mm)；卵黄发生早期 (early vitellogenic stage, EV, ~0.35 mm)；卵黄发生中期 (midvitellogenic stage, MV, ~0.45 mm)；充分生长未成熟期 (full-grown immature stage, FG, ~0.65 mm)。
1.2.6 数据分析
采用SPSS 17.0软件对数据进行统计学分析，利用单因素方差分析对同一时间点不同光照条件的实验结果进行差异显著性分析，利用独立样本t检验对同一光照条件不同时间点的实验结果进行差异显著性分析，P<0.05为显著差异。实验所得数据均以“平均值±标准误 (
$\overline {{X}}\pm {\rm SE} $ )”表示，应用软件GraphPad Prism 6作图。2. 结果
2.1 不同光周期对斑马鱼卵巢中tgfb1a、tgfb1b、tgfb2和tgfb3 mRNA表达的影响
不同光周期条件下tgfb1a、tgfb2、tgfb3 相对表达量在斑马鱼卵巢中变化趋势不一致。不同光周期处理3 d后，tgfb1a mRNA在斑马鱼卵巢中的表达水平随着光照时间的延长呈现增高趋势，但组间无显著差异 (图1-a)；而tgfb3则呈现相反结果 (图1-c)；LL和DD处理均降低了tgfb2 mRNA的表达 (图1-b)。不同光周期处理7 d后，tgfb1a mRNA表达趋势与处理3 d的一致 (图1-a)；DD和LL处理增加了tgfb2 mRNA的表达，但与LD组相比无显著差异 (图1-b)；与LD组相比，LL组tgfb3 mRNA表达显著增加 (P<0.05)，但DD组变化不显著 (图1-c)。与不同光周期处理3 d时相比，不同光周期处理7 d后，tgfb1a、tgfb1b、tgfb2和tgfb3的表达在实验组和对照组中均无显著差异。
![]()
图 1 不同光周期处理对斑马鱼卵巢中tgfb1a (a)、tgfb1b (b)、tgfb2 (c)和tgfb3 (d) mRNA表达的影响图中值为平均值±标准误 (n=5)；不同的小写字母表示同一时间点不同光周期间差异显著 (P<0.05)，不同的大写字母表示同一光周期不同时间点间差异显著 (P<0.05)；后图同此Figure 1. Effects of different photoperiods on ovarian tgfb1a (a), tgfb1b (b), tgfb2 (c) and tgfb3 (d) mRNA levels in zebrafishThe values are the $\overline {{X}}\pm {\rm SE}$ (n=5). Different lowercase and uppercase letters indicate significant difference in different photoperiods at the same time and in the same photoperiod at different time, respectively (P<0.05). The same case in the following figures.2.2 不同光周期对斑马鱼卵巢中tgfbr2a、tgfbr2b、tgfbr1a和tgfbr1b mRNA表达的影响
不同光周期对斑马鱼卵巢中TGF-β 4种受体mRNA表达的影响见图2。结果显示，不同光周期处理3 d后，DD处理均增加了tgfbr2a、tgfbr2b、tgfbr1a和tgfbr1b mRNA表达量，且DD组tgfbr2a和tgfbr1b的表达显著高于LL组 (P<0.05)，但tgfbr2b和tgfbr1a 表达变化不显著 (图2)。不同光周期处理7 d后，与LD组相比，tgfbr2a、tgfbr2b和tgfbr1b mRNA在LL组中的表达显著升高 (图2-a、b、d)；而tgfbr1a在DD组中的表达显著高于LD组 (P<0.05，图2-c)。与不同光周期处理3 d时相比，连续黑暗处理7 d后，tgfbr2a和tgfbr1b表达量显著降低 (P<0.05，图2-a、d)；自然光照处理7 d后，tgfbr2a表达量显著降低 (P<0.05，图2-a)；连续光照处理7 d后tgfbr1b表达量显著增加 (P<0.05，图2-d)。
![]()
图 2 不同光周期处理对斑马鱼卵巢中tgfbr2a (a)、tgfbr2b (b)、tgfbr1a (c)和tgfbr1b (d) mRNA表达的影响Figure 2. Effects of different photoperiods on ovarian tgfbr2a (a), tgfbr2b (b), tgfbr1a (c) and tgfbr1b (d) mRNA expression levels in zebrafish2.3 不同光周期对斑马鱼卵巢中smad2、smad3a和smad3b mRNA表达的影响
不同光周期处理3 d后，随着光照时间的延长smad2和smad3b在斑马鱼卵巢中的表达呈降低趋势 (图3-a、c)，且DD组smad2 mRNA表达水平显著高于LL组 (P<0.05)，但smad3b在各组中表达无显著差异；smad3a的表达在3个光周期处理组间无明显波动 (图3-b)。不同光周期处理7 d后，LL组smad2 mRNA表达水平显著高于DD组和LD组 (P<0.05)，但DD组和LD组之间无显著差异；smad3a和smad3b mRNA表达在3个处理组间均无显著差异。与不同光周期处理3 d时相比，不同光周期处理7 d后，DD组和LD组中smad2 mRNA表达量显著降低 (P<0.05，图3-a)。
![]()
图 3 不同光周期处理对斑马鱼卵巢中smad2 (a)、smad3a (b) 和smad3b (c) mRNA表达的影响Figure 3. Effects of different photoperiods on ovary smad2 (a), smad3a (b) and smad3b (c) mRNA levels in zebrafish2.4 不同光周期处理对斑马鱼卵巢中p-Smad2 定位的影响
在不同发育时期的斑马鱼卵母细胞内均检测到激活的Smad2信号(图4)。LD组中p-Smad2在斑马鱼PV期卵母细胞中被激活，且主要集中在核区；EV期p-Smad2开始向细胞质迁移；MV期卵母细胞的细胞质和细胞核中均检测到p-Smad2表达；FG期时，在卵母细胞的细胞质、细胞膜上均检测到较强的p-Smad2信号，滤泡细胞中检测到p-Smad2的弱表达，但在细胞核中无表达。不同的光周期处理并未改变p-Smad2在斑马鱼卵巢中的定位，DD和LL组检测到活化的Smad2的表达位置与LD组一致。阴性对照组未检测到p-Smad2阳性信号。
![]()
图 4 不同光周期处理对p-Smad2在斑马鱼卵巢中定位的影响PV. 卵黄发生前期 (<0.25 mm)；EV. 卵黄发生早期 (<0.35 mm )；MV. 卵黄发生中期 (<0.45 mm)；FG. 充分生长未成熟期 (<0.65 mm)；黑色箭头代表阳性信号区域；bar=200 μmFigure 4. Effects of different photoperiods on localization of p-Smad2 in zebrafish ovaryPV. previtellogenic (<0.25 mm); EV. early vitellogenic (<0.35 mm); MV. midvitellogenic (<0.45 mm); FG. full-grown immature stage (<0.65 mm); the black arrow represents the positive signal region; bar=200 μm3. 讨论
哺乳动物中，TGF-β/Smad信号通路与卵巢发育存在密切关系[19-23]，但在硬骨鱼类中的研究相对较少且分散。此外，光周期变化是否通过TGF-β/Smad信号通路影响硬骨鱼类的卵巢发育也尚未探明。本研究发现，在不同光周期条件下，TGF-β信号通路中的相关基因表达会发生变化，所涉及的基因表达趋势和变化幅度不尽相同，提示不同的配体、受体以及细胞内信号传递蛋白在响应光周期调控斑马鱼卵巢发育过程中可能发挥着不同功能。
TGF-β在卵巢中的功能随物种不同而存在差异。TGF-β可抑制大鼠 (Rattus norvegicus)腔前卵泡发育[24]，但促进小鼠 (Mus musculus) 腔前卵泡发育[25]。TGF-β的不同配体在同一物种不同卵巢发育阶段中发挥的功能也不同。tgfb1 mRNA表达量在出生第12天的大鼠卵巢中达到峰值，但此时卵巢中tgfb2和tgfb3的表达量显著低于第4天和第25天[24]。相较于哺乳动物，TGF-β在鱼类卵巢功能上的研究明显不足，研究表明，tgfb1在斑马鱼PG和PV期卵母细胞中表达量最高，随着卵母细胞的发育，其表达量逐渐降低，在卵母细胞成熟时降至极低水平[26]。本研究结果显示，不同光周期处理7 d后，tgfb1a和tgfb3 mRNA表达量均在持续光照条件下最高，推测可能是因为LL处理延后了斑马鱼的卵巢发育，卵巢中PV和PG期卵母细胞比例增多，这符合已有的研究结果[12]。此外，tgfb1b和tgfb2在不同光周期处理后表达趋势与tgfb1a和tgfb3不一致，提示TGF-β不同配体单独或联合参与调控鱼类卵巢发育，且可能具有阶段特异性，在今后的研究中需深入阐明其作用机制。
TGF-β通过经典的TGF-βRII/TGF-βRI-Smad2/3信号通路发挥其生物学功能[26]。本研究表明，在不同光周期处理3 d后，tgfbr2a、tgfbr2b、tgfbr1b、smad2及smad3a的相对表达量，在DD组最高，在LL组最低，但处理7 d后则呈相反趋势，此结果与不同光周期处理下tgfb3在斑马鱼卵巢中的表达模式一致。这表明光周期变化通过改变tgfb3/受体 (tgfbr2a、tgfbr2b和tgfbr1b)/蛋白激酶 (smad2和smad3a)基因的表达量影响斑马鱼卵巢的发育。同时，本研究也揭示了TGF-β3在硬骨鱼类生殖方面发挥着重要功能，这将为硬骨鱼类卵巢发育研究提供一个新的思路。不同光周期处理下tgfbr1a和smad3b 在斑马鱼卵巢中的表达趋势与上述基因不一致，提示Smad2/3蛋白除了受TGF-β信号通路介导外，TGF-β超家族中的其他成员，例如激活素[27]和生长分化因子-9 (growth differentiation factor-9, GDF-9)[28]，也通过激活Smad2/3来调控卵母细胞成熟；抑制型Smad (I-Smad)通过与Smad2/3竞争结合tgfbr1抑制TGF-β信号的传递[29-30]。但更为深入的机制还需要进一步研究和探索。
Smad2蛋白是Smads家族中的受体调节型蛋白，在调控卵巢发育方面发挥着重要作用，研究Smad2的亚细胞定位对于理解其本身的功能及整个TGF-β信号通路的功能至关重要[31]。本研究发现，正常光周期条件下在斑马鱼卵母细胞发育的各个阶段均可检测到激活的Smad2蛋白。在PV期p-Smad2主要定位在细胞核内，在FG期p-Smad2主要定位在细胞质及细胞膜上，且在FG期卵母细胞中，阳性p-Smad2信号强度高于前期阶段的卵母细胞，提示Smad2在斑马鱼不同发育阶段的卵母细胞中发挥的功能不一致。此外，Kohli等[12]、Wang和Ge [32]在转录水平检测到斑马鱼滤泡细胞中smad2表达，本实验结果进一步发现Smad2蛋白在斑马鱼滤泡细胞中被激活，这表明Smad2对于斑马鱼卵母细胞的生长与成熟过程具有关键作用。但不同光周期处理并未影响到p-Smad2在斑马鱼卵母细胞中的定位。
综上，本研究通过分析比较不同光周期条件下TGF-β/Smad信号通路所涉及的11个基因在斑马鱼卵巢中的表达变化，发现tgfb3、tgfbr2a、tgfbr2b、tgfbr1b、smad2和smad3a的表达模式一致，证实光周期变化可能通过改变tgfb3/受体 (tgfbr2a、tgfbr2b和 tgfbr1b)/蛋白激酶 (smad2和smad3a)基因的转录水平影响斑马鱼卵巢发育，具体的调控机制还需进一步研究。
-
![]()
图 1 不同光周期处理对斑马鱼卵巢中tgfb1a (a)、tgfb1b (b)、tgfb2 (c)和tgfb3 (d) mRNA表达的影响
图中值为平均值±标准误 (n=5)；不同的小写字母表示同一时间点不同光周期间差异显著 (P<0.05)，不同的大写字母表示同一光周期不同时间点间差异显著 (P<0.05)；后图同此
Figure 1. Effects of different photoperiods on ovarian tgfb1a (a), tgfb1b (b), tgfb2 (c) and tgfb3 (d) mRNA levels in zebrafish
The values are the $\overline {{X}}\pm {\rm SE}$ (n=5). Different lowercase and uppercase letters indicate significant difference in different photoperiods at the same time and in the same photoperiod at different time, respectively (P<0.05). The same case in the following figures.
![]()
图 2 不同光周期处理对斑马鱼卵巢中tgfbr2a (a)、tgfbr2b (b)、tgfbr1a (c)和tgfbr1b (d) mRNA表达的影响
Figure 2. Effects of different photoperiods on ovarian tgfbr2a (a), tgfbr2b (b), tgfbr1a (c) and tgfbr1b (d) mRNA expression levels in zebrafish
![]()
图 3 不同光周期处理对斑马鱼卵巢中smad2 (a)、smad3a (b) 和smad3b (c) mRNA表达的影响
Figure 3. Effects of different photoperiods on ovary smad2 (a), smad3a (b) and smad3b (c) mRNA levels in zebrafish
![]()
图 4 不同光周期处理对p-Smad2在斑马鱼卵巢中定位的影响
PV. 卵黄发生前期 (<0.25 mm)；EV. 卵黄发生早期 (<0.35 mm )；MV. 卵黄发生中期 (<0.45 mm)；FG. 充分生长未成熟期 (<0.65 mm)；黑色箭头代表阳性信号区域；bar=200 μm
Figure 4. Effects of different photoperiods on localization of p-Smad2 in zebrafish ovary
PV. previtellogenic (<0.25 mm); EV. early vitellogenic (<0.35 mm); MV. midvitellogenic (<0.45 mm); FG. full-grown immature stage (<0.65 mm); the black arrow represents the positive signal region; bar=200 μm
表 1 实时荧光定量PCR所用引物序列
Table 1 Primer sequences used for quantitative real-time PCR
基因
gene引物序列 (5'−3')
primer sequenceGenBank登录号
GenBank accession No.ef1a[16] F: GGCTGACTGTGCTGTGCTGATTG NM_131263 R: CAGACTTGTGGCAGGTGTAA tgfb1a F: TGTACCCGCAATCCTTGACC NM_182873.1 R: CCGACTGAGAAATCGAGCCA tgfb1b F: ATAGCAGGTTTGTCCCGCAA XM_687246.8 R: ATAGGAGCAAGAGCCAGTGC tgfb2 F: CAACAGCAAAGTGGTTCGCA NM_194385.1 R: AATGTGGAGACTGACCGCTG tgfb3 F: GGACCGAGCAGAGAATCGAG NM_194386.2 R: CGTCGAAGGAAACCCACTCA tgfbr2a F: ATGTCTGCTCTTCTCCGCAC XM_009293931.3 R: AGCATCGGCTTTAGTGGGTC tgfbr2b F: TCACGTCCAGATGTAACGCC NM_182855.3 R: CAGTTTGTCCAGGTCGTCGT tgfbr1a F: GTGTCAATCGGTCGTGCAAC NM_001037683.2 R: CACACAGATGGGGACAGCAA tgfbr1b F: GAGTCGGCACCAAACGGTAT NM_001115059.1 R: CTGCCATCTGTTGGGGATGT smad2 F: AAGTCTGCGTCAATCCCTACCACT NM_001290015.1 R: TAGTCGTCCAAAGGTGGCAACTCA smad3a F: CAAACCTGTCACCGAACCCT NM_131571.2 R: GCAGTCCGAGACAAAAACGC smad3b F: TGGACACAGGTTCTCCAACG NM_175083.2 R: TGGAAAGTCTCACCGACACG 
下载: 导出CSV
-
[1] ARTIGAS G Q, LAPEBIE P, LECLERE L A, et al. A gonad-expressed opsin mediates light-induced spawning in the jellyfish Clytia[J]. Elife, 2018, 7: e29555. doi: 10.7554/eLife.29555
[2] SOKOLOWSKA E, KLESZCZYNSKA A, NIETRZEBA M, et al. Annual changes in brain concentration of arginine vasotocin and isotocin correspond with phases of reproductive cycle in round goby, Neogobius melanostomus[J]. Chronobiol Int, 2015, 32(7): 917-924. doi: 10.3109/07420528.2015.1052142
[3] HANSEN T J, FJELLDAL P G, FOLKEDAL O, et al. Effects of light source and intensity on sexual maturation, growth and swimming behaviour of Atlantic salmon in sea cages[J]. Aquacult Env Interac, 2017, 9: 193-204. doi: 10.3354/aei00224
[4] TARANGER G L, AARDAL L, HANSEN T, et al. Continuous light delays sexual maturation and increases growth of Atlantic cod (Gadus morhua L.) in sea cages[J]. ICES J Mar Sci, 2006, 63(2): 365-375. doi: 10.1016/j.icesjms.2005.10.014
[5] LEE C H, PARK Y J, LEE Y D. Effects of photoperiod manipulation on gonadal activity of the damselfish, Chromis notata[J]. Dev Reprod, 2017, 21(2): 223-228. doi: 10.12717/DR.2017.21.2.223
[6] TAKEUCHI Y, HADA N, IMAMURA S, et al. Existence of a photoinducible phase for ovarian development and photoperiod-related alteration of clock gene expression in a damselfish[J]. Comp Biochem Physiol A, 2015, 188: 32-39. doi: 10.1016/j.cbpa.2015.06.010
[7] PARMEGGIANI A, GOVONI N, ZANNONI A, et al. Effect of photoperiod on endocrine profiles and vitellogenin expression in European eels Anguilla anguilla during artificially induced ovarian development[J]. Theriogenology, 2015, 83(4): 478-484. doi: 10.1016/j.theriogenology.2014.10.008
[8] IMSLAND A K, JONASSEN T M, HANGSTAD T A, et al. The effect of continuous light and compressed photoperiods on growth and maturation in lumpfish Cyclopterus lumpus[J]. Aquaculture, 2018, 485: 166-172. doi: 10.1016/j.aquaculture.2017.11.053
[9] LUO K X. Signaling cross talk between TGF-beta/Smad and other signaling pathways[J]. Cold Spring Harb Perspect Biol, 2017, 9(1): a022137. doi: 10.1101/cshperspect.a022137
[10] 詹绪良, 吴金英, 李文笙. TGF-β系统及其在硬骨鱼中的研究进展[J]. 南方水产科学, 2013, 9(3): 90-96. doi: 10.3969/j.issn.2095-0780.2013.03.015 [11] ZHU B, PARDESHI L, CHEN Y Y, et al. Transcriptomic analysis for differentially expressed genes in ovarian follicle activation in the zebrafish[J]. Front Endocrinol (Lausanne), 2018, 9: 593. doi: 10.3389/fendo.2018.00593
[12] KOHLI G, HU S Q, CLELLAND E, et al. Cloning of transforming growth factor-β1 (TGF-β1) and its type II receptor from zebrafish ovary and role of TGF-β1 in oocyte maturation[J]. Endocrinology, 2003, 144(5): 1931-1941. doi: 10.1210/en.2002-0126
[13] KOHLI G, CLELLAND E, PENG C. Potential targets of transforming growth factor-beta1 during inhibition of oocyte maturation in zebrafish[J]. Reprod Biol Endocrinol, 2005, 3: 53. doi: 10.1186/1477-7827-3-53
[14] SLOIN H E, RUGGIERO G, RUBINSTEIN A, et al. Interactions between the circadian clock and TGF-β signaling pathway in zebrafish[J]. PLoS One, 2018, 13(6): e0199777. doi: 10.1371/journal.pone.0199777
[15] GAST H, GORDIC S, PETRZILKA S, et al. Transforming growth factor-beta inhibits the expression of clock genes[J]. Ann NY Acad Sci, 2012, 1261(1): 79-87. doi: 10.1111/nyas.2012.1261.issue-1
[16] LIU K C, LIN S W, GE W. Differential regulation of gonadotropin receptors (fshr and lhcgr) by estradiol in the zebrafish ovary involves nuclear estrogen receptors that are likely located on the plasma membrane[J]. Endocrinology, 2011, 152(11): 4418-4430. doi: 10.1210/en.2011-1065
[17] SELMAN K, WALLACE R A, SARKA A, et al. Stages of oocyte development in the zebrafish, Brachydanio rerio[J]. J Morphol, 1993, 218(2): 203-224. doi: 10.1002/(ISSN)1097-4687
[18] WANG Y, GE W. Developmental profiles of activin betaA, betaB, and follistatin expression in the zebrafish ovary: evidence for their differential roles during sexual maturation and ovulatory cycle[J]. Biol Reprod, 2004, 71(6): 2056-2064. doi: 10.1095/biolreprod.104.032649
[19] CHU Y L, XU Y R, YANG W X, et al. The role of FSH and TGF-β superfamily in follicle atresia[J]. Aging, 2018, 10(3): 305-321. doi: 10.18632/aging.v10i3
[20] WANG D, WANG W, LIANG Q, et al. DHEA-induced ovarian hyperfibrosis is mediated by TGF-β signaling pathway[J]. J Ovarian Res, 2018, 11(1): 6. doi: 10.1186/s13048-017-0375-7
[21] BASU M, BHATTACHARYA R, RAY U, et al. Invasion of ovarian cancer cells is induced by PITX2-mediated activation of TGF-β and Activin-A[J]. Mol Cancer, 2015, 14(1): 162. doi: 10.1186/s12943-015-0433-y
[22] HATZIRODOS N, BAYNE R A, IRVING-RODGERS H F, et al. Linkage of regulators of TGF-β activity in the fetal ovary to polycystic ovary syndrome[J]. FASEB J, 2011, 25(7): 2256-2265. doi: 10.1096/fj.11-181099
[23] KNIGHT P G, GLISTER C. TGF-beta superfamily members and ovarian follicle development[J]. Reproduction, 2006, 132(2): 191-206. doi: 10.1530/rep.1.01074
[24] ROSAIRO D, KUYZNIEREWICZ I, FINDLAY J A. Transforming growth factor-beta: its role in ovarian follicle development[J]. Reproduction, 2008, 136(6): 799-809. doi: 10.1530/REP-08-0310
[25] LIU X, ANDOH K, ABE Y, et al. A comparative study on transforming growth factor-beta and activin A for preantral follicles from adult, immature, and diethylstilbestrol-primed immature mice[J]. Endocrinology, 1999, 140(6): 2480-2485. doi: 10.1210/endo.140.6.6827
[26] HELDIN C H, MOUSTAKAS A. Signaling receptors for TGF-β family members[J]. CSH Perspect Biol, 2016, 8(8): a022053.
[27] TAN Q, BALOFSKY A, WEISZ K, et al. Role of activin, transforming growth factor-β and bone morphogenetic protein 15 in regulating zebrafish oocyte maturation[J]. Comp Biochem Physiol A, 2009, 153(1): 18-23.
[28] CHEN W T, LIU L, GE W. Expression analysis of growth differentiation factor 9 (Gdf9/gdf9), anti-müllerian hormone (Amh/amh) and aromatase (Cyp19a1a/cyp19a1a) during gonadal differentiation of the zebrafish, Danio rerio[J]. Biol Reprod, 2017, 96(2): 401-413. doi: 10.1095/biolreprod.116.144964
[29] ITOH S, TEN DIJKE P. Negative regulation of TGF-β receptor/Smad signal transduction[J]. Curr Opin Cell Biol, 2007, 19(2): 176-184. doi: 10.1016/j.ceb.2007.02.015
[30] MIYAZAWA K, MIYAZONO K. Regulation of TGF-β family signaling by inhibitory smads[J]. Cold Spring Harbor Perspect Biol, 2016, 9(3): a022095.
[31] DONG C M, LI Z R, ALVAREZ R, et al. Microtubule binding to smads may regulate TGFβ activity[J]. Mol Cell, 2000(5): 27-34.
[32] WANG Y, GE W. Spatial expression patterns of activin and its signaling system in the zebrafish ovarian follicle: evidence for paracrine action of activin on the oocytes[J]. Biol Reprod, 2003, 69(6): 1998-2006. doi: 10.1095/biolreprod.103.020826
-
期刊类型引用(7)
1. 刘辰晖，张平香，余婕，钟朱夏，向敏，胡修忠，王定发，熊琪，程蕾. TGFBR2基因rs424578035突变对绵羊季节性繁殖的影响. 中国畜牧杂志. 2024(12): 174-181 . 
百度学术
2. 卢克祥，许柳雄，钱卫国. 暗适应条件下斑马鱼的光谱敏感性. 大连海洋大学学报. 2022(01): 88-94 . 百度学术
3. 史东杰，王文峰，李文通，魏东，王赛赛，姜巨峰. 5种光周期对锦鲤生长、能量收支及生物钟基因表达的影响. 水生生物学报. 2022(05): 664-670 . 百度学术
4. 林枫，贾若南，王法祥，许强华. 低氧胁迫下斑马鱼鳃microRNAs差异分析. 南方水产科学. 2022(03): 86-93 . 本站查看
5. 郭海燕，李茜，关桂君. 青鳉gsdf下游因子zc4h2在脑-性腺中的表达分析. 基因组学与应用生物学. 2022(04): 720-730 . 百度学术
6. 李超平，马瑛，时琼，白瑞平. 血清孕酮、转化生长因子-β、共刺激分子可溶性B7-H3在自发性流产病人中的表达及预测价值分析. 安徽医药. 2021(06): 1173-1177 . 百度学术
7. 李莹莹，崔东遥，程操，孙景贤，刘丽，赵谭军，尹文露，常亚青，湛垚垚. 光棘球海胆TGFBR2基因的克隆及其对海水酸化的响应. 基因组学与应用生物学. 2020(12): 5507-5519 . 百度学术
其他类型引用(2)
计量
- 文章访问数: 5432
- HTML全文浏览量: 2229
- PDF下载量: 64
- 被引次数: 9
粤公网安备 44010502001741号
