大多数海洋鱼类的仔鱼消化系统于发育早期均呈不成熟状态，外部因素如温度、水质等均会对个体发育状况造成影响^[1]。早期阶段，卵黄消失后仔鱼以浮游生物为食^[2]，个体选择合适的活饵以供应发育所需营养和能量^[3]。此时，外源性食物的数量、质量和摄食时间会影响仔鱼的生长和存活^[4]。生长初期仔鱼能否成功摄取生物饵料，已经成为渔业增养殖的重要基准^[5-7]。

在实际生产中，鱼类仔、稚鱼阶段的早期生物饵料多为轮虫(Brachionus spp.)和卤虫(Artemia spp.)^[8]。生物饵料的长期使用会造成养殖成本升高，并且由于生物饵料缺乏仔鱼生长发育所需营养，可能导致个体营养不良^[9-10]。因此，需要在鱼类早期发育阶段选择最佳驯料时间。为监测颗粒饲料的引入对仔、稚鱼的生长、存活和营养需求的影响，研究人员常采用RNA/DNA比率和消化道上皮细胞高度参数为评价指标^[11]。由于每个细胞的DNA数量基本恒定，而RNA数量与蛋白质合成量相关，因此RNA/DNA比率可以用作鱼类及其他物种生长的通用测量指标。鱼类的营养条件与饵料供应及其能否成功摄食有关，获取足够营养的仔鱼比营养供应差的RNA/DNA比率更高^[12]。仔鱼人工饵料的引入时间必须以仔鱼消化系统的发育为基础。不少研究表明，当仔鱼处于营养不良状态时，消化器官组织结构可能会退化，所以消化道上皮细胞高度已被用作鱼类营养供应情况的组织学指标^[13]。

红鳍笛鲷(Lutjanus erythopterus)隶属于笛鲷科，广泛养殖于亚太地区。尽管对红鳍笛鲷的养殖已有一些研究报道，但其仔、稚鱼饲养的几个关键问题尚未解决^[14-18]。红鳍笛鲷仔、稚鱼阶段的主要活饵来源是轮虫和卤虫，但其仔鱼摄食量和活饵密度之间的关系还不确定，且颗粒饲料驯料期间的高死亡率也严重限制了红鳍笛鲷育苗的经济效益。本研究首先对红鳍笛鲷仔鱼采用不同密度的轮虫投喂，观察其生长、存活和食物选择性；之后对红鳍笛鲷仔、稚鱼进行颗粒饲料驯料处理，运用RNA/DNA比率和消化道上皮细胞高度，评价驯料期个体对营养供应的反应，旨在确定红鳍笛鲷的最适轮虫投喂密度和最佳驯料时间，以提高该鱼种商业化生产的成活率和经济效益。

1.   材料与方法

1.1   实验材料

红鳍笛鲷受精卵于2017 年4 月在海南省陵水通过自然受精获得，运至新村镇，并在27.5 ℃的500 L玻璃孵化器中孵化，孵化率为 (95.6±1.8)%。孵化后将仔鱼转入500 L育苗桶进行育苗实验。所有育苗桶从底部引入过滤海水(5 μm孔径)进行供水，日换水率为300%。水桶侧面有出水口(300 μm)，每天对出水口进行清洁。每个水桶放置一块气石，保证溶解氧质量浓度 >7.0 mg L^–1。光照强度为2 000~2 400 lx，控制光暗时间比为14 h∶10 h，实验盐度为33±0.8，温度为28~30 ℃。

2~12日龄(孵化后天数days after hatching, dph)仔鱼投喂圆型臂尾轮虫(B. rotundiformis)。饲喂小球藻(Nanochloropsis sp.)的轮虫经DHA Protein Selco^® (INVE Aquaculture, Salt Lake City, UT, USA)强化后投喂，保证饵料的营养。强化之前，轮虫收集后保持密度为800个·mL^–1，储存于400 L收集池。经12ｈ的营养强化后，收集轮虫并投喂至育苗桶。育苗桶中加入浓缩小球藻，为轮虫提供饵料并为仔鱼提供绿色水体环境。采用150 μm筛网收集卤虫无节幼体(Ⅱ期)，并以1个·mL^–1的密度投至育苗桶。驯料前的预实验在12 dph前完成。

1.2   实验方法

1.2.1   轮虫投喂密度对仔鱼生长、存活与摄食影响实验

将3 dph的仔鱼放入12个500 L的桶中(60尾·L^–1)。 以1个·mL^–1、10个·mL^–1、20个·mL^–1和30 个·mL^–1轮虫作为投喂处理，每组3个平行。每天于8:00、12:00和17:30各投喂1次。3~9 dph期间，每2 d从育苗桶中随机抽取10尾仔鱼用于生长测量。采样时从桶的上、中、下各部分垂直各抽取3份。将来自同桶的所有样品聚于10 L桶中，然后从桶中随机抽取样品。

在3 dph、5 dph、7 dph和9 dph时抽取仔鱼个体，以测量摄食量。取样当日早晨，仔鱼摄食2 h后从每个桶中随机抽取10尾个体，同时从每个育苗桶中取轮虫样以确定周围食物密度。仔鱼经0.5% AQUI-S (AQUI-S New Zealand, Lower Hutt, New Zealand)麻醉后沉于取样瓶底部，将其储存于10%中性甲醛溶液中，以备计算摄食量。实验结束时对所有存活仔鱼进行计数以计算成活率。生长情况由特定生长速率 (SGR) 表示，使用Hopkins^[19]描述的公式：SGR=(ln SL_f−ln SL_i)/D_t×100%，其中SL_i和SL_f分别为个体初、末标准长度(mm)，D_t为采样时间间隔。提取每尾个体的整个肠道，在显微镜下以100×放大率进行观察。记录每尾仔鱼肠道中活饵的数量和种类。将砂囊和口器定义为个体摄取的轮虫数量，而眼色素和卤虫无节幼体全体用来表示食物摄取量。

7 dph时对个体进行肠道排空检查。在此实验开始前10 h，对3组500 L养殖桶的300尾仔鱼停止投喂。投喂之前取10尾仔鱼进行肠道内容物分析，以确认肠道中没有食物。然后在7 dph以20 个·mL^–1的密度投喂轮虫，保证摄食2 h。每个育苗桶中抽取10尾个体进行肠道内容物分析。每组各平行取100尾仔鱼移至500 L桶中以确定肠道排空时间。肠道排空检验实验育苗桶环境条件与生长实验相同，不同之处在于停止食物投放。肠道分析实验持续8 h，每小时从每个桶中取10尾仔鱼用于肠道内容物分析。将仔鱼样品用0.5% AQUI-S进行麻醉，并记录每尾仔鱼肠道中轮虫的数量。

消耗率由以下方程式确定^[20]：F=(S_t−S₀×e^–Rt)R/(1−e^−Rt)，其中F为每小时的消耗率，S_t为时间t之后肠道中的食物量，S₀为初始时肠道中的食物量，Rt 为t时间时的排泄率；排泄率采用以下公式^[21]：R=(lnA−lnY_x)/X，或Y_x=Ae^–RX，其中Y_x为仔鱼肠道中食物的数量，X为时间间隔，A为回归线和纵坐标的截距处的Y_x值，RX是X时间间隔的排泄率。

食物利用效率(FUE)为仔鱼所消耗食物与总食物量的百分比，通过以下公式^[22]计算：FUE=(F×t×N_f)/N_total×100%，其中N_total为总食物量，F为每小时仔鱼消耗的食物数量，t为仔鱼摄食时间(本实验为4 h)，N_f为仔鱼的数量。

1.2.2   轮虫投喂密度对仔鱼饵料选择性影响实验

5 dph、7 dph和9 dph时测定仔鱼在首次投喂期间对轮虫和卤虫无节幼体的选择。本实验用仔鱼养殖于独立的12个500 L桶中。所有育苗条件与上一实验相同。育苗桶中的轮虫密度分别为1个·mL^–1、10个·mL^–1、20个·mL^–1和30 个·mL^–1，各设3个平行组。从5 dph开始将卤虫无节幼体以每天1个·mL^–1分3次投喂至育苗桶。投喂2 h后进行取样，每个育苗桶中抽取10尾仔鱼以确定食物选择性。分别测定仔鱼肠道和桶中的食物数量。根据Ivlev^[17]的公式计算食物选择性：选择性=(r−p)/(r+p)，其中r是每尾仔鱼肠道内食物类型百分比，p是桶中食物类型百分比。该指数范围从–1.00 (完全回避)到+1.00 (全部消耗)。

1.2.3   颗粒饲料驯化时间对仔、稚鱼影响实验

12 dph时将仔鱼从500 L育苗桶转移至12个300 L实验容器中进行早期驯料实验。每个容器放置仔鱼密度为20尾·L^–1，正式实验开始于13 dph，日换水量为300%，每个容器中放置一块气石以维持溶解氧接近饱和并促使微藻、轮虫和卤虫分布均匀。

驯料实验持续10 d，包括5 d共同饲喂和5 d活饵移除、人工饵料引入。 驯料完成后，人工饵料为唯一食物来源，活饵逐渐被淘汰。每个处理重复3次。每组处理间隔3 d (13 dph、16 dph、19 dph和22 dph，图1)。

图  1  相同驯料方法4种不同驯料时间实验设计

W13. 13~22 dph；W16. 16~25 dph；W19. 19~26 dph；W22. 22~33 dph；图7、图8同此

Figure  1.  Experimental design of same weaning regime started on four different days post hatching

AN. artemia nauplii; MF.mixed feeding; WC. weanning complete; W13. 13−22 dph; W16. 16−25 dph; W19. 19−26 dph; W22. 22−33 dph; the same cases in Fig.7 and Fig.8.

下载: 全尺寸图片 幻灯片

10 dph时个体首次投喂卤虫无节幼体，密度保持在0.1个·mL^–1，然后每日增加90%。5 d的混合喂养之后，卤虫无节幼体以每日减少20%的速率逐渐淘汰，直到混合喂养结束。3种规格的人工饵料从小到大进行投喂，其中包括Otohime A1 (~250 μm，Marubeni Nisshin Feed Co.，Ltd.，日本)、华成3号(360~600 μm，中国)和华成5号(850~1 100 μm，中国)。每天08:30—19:00间隔1 h投喂人工饵料，及时调整饲料量以达到明显的饱食水平。

每次采样随机抽取10尾仔鱼测量生长参数。个体经AQUI-S麻醉后，于10×立体显微镜下进行测量，采用特定生长率判定生长情况，通过池底死鱼数量计算个体每日死亡率。

16 dph、19 dph和22 dph时，从3个并列实验中随机抽取10尾仔鱼进行消化系统发育检测。个体经AQUI-S麻醉后固定于10%中性甲醛。将固定的仔鱼嵌入石蜡块中，并使用徕卡旋转切片机(LeicaRM2016，German)以连续矢状切片法(5 μm厚)进行切片。利用苏木精-伊红(HE)染色，采用永久透明制剂De Pex将组织切片固定在载玻片上。使用Olympus显微镜(Olympus Co.，日本)观察，利用图像分析程序(Motic Image Plus 2.0ML；麦克奥迪实业集团有限公司，深圳)进行拍照分析，并于200×放大率下测量30尾个体的消化道上皮细胞高度。

从最初混合喂养的个体和驯料处理各平行组个体中提取RNA和DNA样品，操作为：1) W13处理组，对13 dph、22 dph个体进行取样分析；2) W16处理，对16 dph、25 dph个体进行取样分析；3) W19处理组，对19 dph、28 dph个体进行取样分析；4) W22处理组，对22 dph、31 dph个体进行取样分析。每次采样均从每个实验容器随机抽取10~20尾个体。仔鱼麻醉后经蒸馏水预洗去除盐分，然后保存于液氮中。于冰盘上对样品进行解冻，选取肌肉组织，按照Zehra和Khan^[23]描述的方法测定RNA/DNA比率。主要方法为：1)将肌肉样品 (100 mg)在90 ℃5%的三氯乙酸 (TCA)中匀浆5 min，然后以5 000 r·min^–1离心20 min；2)测定RNA时，在1.0 mL上清液中加入2.0 mL蒸馏水和3.0 mL苔黑酚试剂。 将反应混合物保持在沸水浴中20 min，当出现蓝绿色时在660 nm处读取数值；3)测定DNA时，在1.0 mL上清液中加入1.0 mL蒸馏水和4.0 mL新鲜制备的二苯胺试剂，将反应混合物保持在沸水浴中10 min，当显现蓝色时在600 nm处读取数值；4)用不同浓度的酵母RNA和小牛胸腺DNA分别绘制RNA和DNA标准曲线，数值表示为以干基计1 g·(100 mg)^–1肌肉组织。

1.3   数据分析

在数据分析前，本文所有百分比数据均经过反正弦变换，而图表中所示为未转换值。数据以“平均值±标准偏差($ \overline X \pm {\rm SD}$)”表示，并通过单因素方差分析(PASW Statistics 18.0)进行测试。处理间若有显著差异，再用Tukey检验进行多重范围比较，P<0.05为差异显著。所有数据均进行正态性、均一性和独立性检验。

2.   结果

2.1   轮虫投喂密度对仔鱼生长、存活和摄食的影响

轮虫密度对9 dph红鳍笛鲷仔鱼的生长存在显著影响(P<0.05，图2-a)。轮虫密度为1个·mL^–1和30 个·mL^–1时，仔鱼SGR低于10个·mL^–1和20 个·mL^–1处理组(P<0.05)。轮虫密度为1个·mL^–1、30 个·mL^–1处理组间与10个·mL^–1、20 个·mL^–1处理组间的SGR不存在显著差异(P>0.05)。密度为10个·mL^–1、20 个·mL^–1时，个体SGR [(1.21±0.17)%·d^–1和(1.38±0.29)%·d^–1] 约为1 个·mL^–1和30 个·mL^–1 SGR [(0.61±0.17)%·d^–1 和(0.65±0.19)%·d^–1)]的2倍。轮虫密度对红鳍笛鲷仔鱼的成活率也存在显著影响(P<0.05，图2-b)。10个·mL^–1和20个·mL^–1处理组仔鱼的成活率显著高于1个·mL^–1和30个·mL^–1处理组(P<0.05)。

图  2  不同密度轮虫投喂下9 dph红鳍笛鲷仔鱼的特定生长率和成活率

不同小写字母表示差异显著 (P<0.05)，后图同此

Figure  2.  Specific growth rate and survival rate of 9 dph L. erythopterus juveniles at different rotifer densities

Different lowercase superscripts indicate significant difference (P<0.05). The same case in the following figures.

下载: 全尺寸图片 幻灯片

红鳍笛鲷仔鱼初期摄食能力较差。3 dph时各投喂处理组个体摄食量不存在显著差异(P>0.05)。随着日龄的增加，仔鱼的摄食量增大。5 dph时投喂10个·mL^–1、20 个·mL^–1的仔鱼轮虫摄食量显著高于投喂1个·mL^–1和30 个·mL^–1(图3)。7 dph时仔鱼的摄食量差异不显著(P>0.05)。9 dph摄食量差异与5 dph相似，10个·mL^–1和20 个·mL^–1的仔鱼显著高于1个·mL^–1和30 个·mL^–1投喂组(P<0.05)。喂食1个· mL^–1的仔鱼摄食量最低，为每2 h每尾摄取(18±0.1) 个。

图  3  不同密度轮虫投喂下3 dph、5 dph、7 dph、9 dph红鳍笛鲷仔鱼摄食量

Figure  3.  Food consumption of 3 dph, 5 dph, 7 dph and 9 dph L. erythopterus juvenles at different rotifer densities

下载: 全尺寸图片 幻灯片

对每尾仔鱼进行摄食量计算。7 dph仔鱼的日食量达到45~59个轮虫，但未受到轮虫密度的显著影响(P>0.05，图5)。轮虫密度对食物利用效率存在显著影响(P<0.05，图4)，随着轮虫密度的增加，桶中的食物利用率从(68±2)%显著下降至(35±6)% (P<0.05，图4)。

图  4  不同密度轮虫投喂下7 dph红鳍笛鲷仔鱼日摄食量和轮虫利用率

Figure  4.  Daily ingestion and utilization rate of rotifer for L. erythopterus juveniles on 7 dph at different rotifer densities

下载: 全尺寸图片 幻灯片

图  5  不同密度轮虫投喂下红鳍笛鲷仔鱼7 dph和9 dph的饵料选择系数

Figure  5.  Food selection of 7 dph and 9 dph L. erythopterus juveniles at different rotifer densities

下载: 全尺寸图片 幻灯片

2.2   不同轮虫投喂密度对仔鱼饵料选择性的影响

轮虫和卤虫无节幼体混合喂养期间，轮虫密度对食物选择性存在显著影响(P<0.05，图5)。7 dph时轮虫和卤虫无节幼体混合喂养下，1个·mL^–1投喂组仔鱼对卤虫无节幼体不存在选择性，而10个·mL^–1、20个·mL^–1和30 个·mL^–1桶中的仔鱼对卤虫无节幼体存在选择性；9 dph时，卤虫无节幼体成为10个·mL^–1、20个·mL^–1和30个· mL^–1组仔鱼首选的食物，而1个·mL^–1投喂组个体仍然选择轮虫。

2.3   颗粒饲料驯化时间对仔、稚鱼的影响

1 dph红鳍笛鲷仔鱼的平均标准长度(SL)为 (3.38±0.17) mm。W13处理组个体SL达到(5.14±0.44) mm (图6-a)。实验结束时，W22和W19处理组个体SL显著大于W13和W16处理组(P<0.05，图7)。W13和W16处理组个体的SGR分别为7.32%·d^–1和7.82%·d^–1，显著低于W19和W22处理组(P<0.05，图6-b)。W22和W19处理组个体成活率分别为85.2%和86.5%，2个处理组之间不存在显著差异。W13和W16处理组个体成活率亦不存在显著差异(P>0.05)，但显著低于W19和W22处理组(P<0.05，图6-b)。

图  6  不同驯料时间红鳍笛鲷的特定生长率和成活率

Figure  6.  Specific growth rate and survival rate of L. erythopterus juveniles at different weaning time

下载: 全尺寸图片 幻灯片

驯料时间对个体在发育过程中的RNA/DNA比率存在显著影响(P<0.05，图7)。驯料结束时W13处理组个体RNA/DNA比率最低，显著低于其他各处理组，而W22处理组又显著高于W16和W19处理组。

图  7  不同驯料时间红鳍笛鲷RNA/DNA比率

Figure  7.  RNA/DNA ratio of L. erythopterus at different weaning time

下载: 全尺寸图片 幻灯片

驯料时间显著影响仔鱼消化道上皮细胞的高度(P<0.05，图8)。10 dph时个体消化道上皮细胞的高度为 (10.02±0.73) μm。混合喂养后W13和W16处理组个体的消化道上皮细胞高度显著低于W19和W22处理组。22 dph时W19和W22处理组个体消化道上皮细胞高度显著高于W13和W16处理组，但W19、W22处理组与W13、W16处理组之间不存在显著差异。

图  8  不同驯料时间红鳍笛鲷仔鱼消化道上皮细胞高度的变化

Figure  8.  Epithelial cell height of digestive tract of L. erythopterus juveniles at different weaning time

下载: 全尺寸图片 幻灯片

3.   讨论

轮虫密度是海洋鱼类仔、稚鱼摄食成功的重要影响因素之一。据报道，实验条件下在饵料投喂临界密度范围内，摄食的成功率随着饵料密度的增加而增大^[10]。饵料密度和摄取量之间的关系存在种属和个体发育差异性^[24]。本研究结果显示初始摄食阶段仔鱼摄取量与轮虫密度显著关联。对5~9 dph的仔鱼进行不同密度轮虫投喂，10个·mL^–1和20 个·mL^–1投喂组个体比1个·mL^–1和30个mL^–1投喂组的摄入量多。有研究表明，随着投喂处理时间的延长，个体的摄食率可能会受轮虫密度的限制；由此可以解释1个·mL^–1投喂组个体摄食率较10~20 个·mL^–1组低的原因。本研究中1个·mL^–1投喂组仔鱼无论是生长率还是成活率均低于10个·mL^–1和20个·mL^–1组。以上结果表明1个·mL^–1轮虫密度对红鳍笛鲷的个体生长有消极影响。这一发现得到了现有研究的证实，即轮虫密度低的仔鱼需要花费更多的能量用来寻找饵料和游泳，从而导致低生长率和低成活率^[9]。随着轮虫密度的增加，仔鱼的生长率和成活率也会增大，直到过高的轮虫密度干扰仔鱼摄食行为，降低其对饵料的消化利用率^[25]。本研究中30个·mL^–1投喂组个体受到轮虫密度的显著影响。30个·mL^–1轮虫培养环境下，仔鱼的生长、生存和食物摄入受到抑制，表明该喂养密度已经超过了最大摄食密度。这与对黄金鲈(Perca flavescens)的研究结果相似^[25]。

作为个体生长时的食物偏好依据，了解食物的选择性可以优化仔、稚鱼培育的生物饵料供给，是仔、稚鱼培育过程中最重要的一个环节。研究表明，鱼类在生理上能够摄食较大个体的食物时，往往会调节摄食行为以满足其能量需求^[26]。本研究食物选择实验结果显示，5 dph时10个·mL^–1、20个·mL^–1和30个·mL^–1投喂处理组个体开始适应于摄食卤虫无节幼体，而1个轮虫·mL^–1处理组的仔鱼仍无法摄食卤虫无节幼体。根据最佳摄食理论，只有在周围环境某种饵料提供充足的情况下，个体才会对其进行选择。当鱼类处于低密度饵料环境时，后期混养阶段仔鱼的食物偏好会受到影响。本研究中食物的选择会受到捕食密度增加的影响。混合喂养5 d之后，10个·mL^–1、20个·mL^–1和30个·mL^–1处理组所有个体都适应了卤虫无节幼体，而1个·mL^–1投喂处理组个体仍然不会选择卤虫无节幼体。这表明仔鱼所选择饵料的大小随其生长而增加，但是低食物密度可能会导致个体对大食物的选择延迟。

为优化仔鱼饲养的最佳喂养方案，有必要对食物的消耗和供应进行评估，以满足鱼类的营养需求。对于红鳍笛鲷的食物供应评估尚未见报道。本研究对不同密度轮虫投喂下红鳍笛鲷仔鱼的食物消耗进行了量化，在本研究的密度范围内，摄食量与轮虫密度不存在依赖关系。这一结果与Ma等^[10]的研究结果一致，即食物密度对仔鱼的日摄食量不存在显著影响。

为了优化生产效率，有必要了解鱼类养殖的食物利用效率、量化仔鱼的食物供应需求。然而，有关饵料利用与供应情况的研究鲜有报道。近来，有研究表明黄尾(Seriola lalandi)仔鱼的食物利用率随着活饵密度的增加而减少^[10]。本研究中轮虫密度从1个·mL^–1增加到30 个·mL^–1时，食物利用率从68%下降到35%。综合红鳍笛鲷仔、稚鱼的生长、存活和食物利用率，2~9 dph个体，投喂轮虫的密度以10~20 个·mL^–1为最佳选择。

生物饵料与人工颗粒饲料的混合喂养已被证实能提高鱼类仔、稚鱼饵料转换期的成活率。例如在单一投喂方式下，饲喂人工配合饲料或卤虫的黄线狭鳕(Theragra chalcogramma)成活率约为60%，而当个体进行20%卤虫和80%配方饵料共同饲养时，成活率达到95%^[27]。本研究成功达到了红鳍笛鲷仔、稚鱼的混合喂养和饵料转换，实验结束时W19和W22处理组成活率高于85%。

大量有关海水鱼类仔鱼的研究表明，驯料时间对鱼类的生长存在显著影响，由于食物消化不良，不适当的驯料时间可能导致鱼类饥饿、个体生长缓慢^[28]。本研究结果显示驯料时间显著影响红鳍笛鲷仔、稚鱼的生长，W19和W22处理组个体特定生长率显著高于W13和W16处理组。红鳍笛鲷是一种生长快速的物种^[15]，约在15 dph其功能系统即已形成。W19和W22处理组个体较高的特定生长率可能与消化系统的功能发育相关。

由于饥饿可以改变鱼类消化道细胞的形态，因此仔鱼消化道上皮细胞的高度可作为评估个体营养状况是否良好的组织学指标^[29]。仔、稚鱼对饥饿的组织学反应因鱼种和食物减供处理而异。本研究中组织学观察清晰地显示了驯料对肠上皮的影响，尤其是W13处理组，从16 dph开始，个体消化道上皮细胞的高度比对照组个体(W22)要低。上皮细胞高度降低可能与早期驯料导致的“相对饥饿”有关，但Hamza等^[28]研究认为消化道上皮细胞高度降低也可能是人工配合饲料对肠上皮侵蚀的结果。

将RNA/DNA比率作为了解仔鱼生长和发育模式指标已被大量研究证实^[11-12]。研究表明，仔鱼RNA/DNA比率与食物的可利用性密切相关，可以用来评估仔鱼的营养状况。对大菱鲆 (Scophthalmus maximus)的研究结果表明，首次摄食过程中，不适宜的饵料提供会导致RNA含量降低^[30]。近来，RNA/DNA比率的变化已被用来评估食物充足性和仔鱼饵料转换是否成功^[30-31]。本研究中RNA/DNA比率的变化受驯料时间的影响，驯料完成后W13处理组个体RNA/DNA比率显著低于其他处理组，推测驯料时间对个体营养状况可能存在负面影响。然而，W16、W19和W22处理组个体RNA/DNA比率呈正增长变化，推测驯料期个体对人工配合饲料产生了适应性。综上所述，在仔鱼首次投喂期间对轮虫密度的调控可改善鱼的生长和存活。轮虫密度为10~20 个·mL^–1时仔鱼的生长和存活不存在显著差异。1个·mL^–1和30个·mL^–1密度下，个体的生长速度较10个·mL^–1和20个·mL^–1投喂组慢，且10~20个·mL^–1密度下，个体成活率更高。1个·mL^–1轮虫密度环境不仅限制了个体早期摄食，还延缓了从轮虫到卤虫饵料转换的时间。综合活饵利用效率、摄食和食物选择对个体生长、成活率的影响，建议红鳍笛鲷的轮虫投喂密度为10~20个·mL^–1。红鳍笛鲷仔、稚鱼可尽早在16 dph时将活饵转换为人工配合饲料，而不会影响鱼的营养状况。16 dph前人工配合饲料的引入可能会限制个体生长、存活和营养状况。本研究结果表明，红鳍笛鲷可在13 dph时进行饵料转换，但16 dph为最佳转换时间。