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锦鲤早期发育过程中色素代谢相关酶的活性和基因表达变化

殷浩然 罗明坤 王兰梅 董在杰 朱文彬 傅建军

引用本文:
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锦鲤早期发育过程中色素代谢相关酶的活性和基因表达变化

    作者简介: 殷浩然(1995— ),男,硕士研究生,从事水产动物遗传育种研究。E-mail: 1334733261@qq.com;
    通讯作者: 董在杰, dongzj@ffrc.cn
  • 中图分类号: S 965.8

Changes of pigment-related enzyme activity and gene expression at early developmental stage of koi carp

    Corresponding author: Zaijie DONG, dongzj@ffrc.cn ;
  • CLC number: S 965.8

  • 摘要: 通过显微观察、酶联免疫吸附及荧光定量PCR等方法,探究了红白、红黑锦鲤(Cyprinus carpio var. Koi) 子一代 (F1)早期体色发育过程及不同发育时期色素代谢相关酶(酪氨酸酶、胱氨酸酶)的活性和基因(agoutimc1rmitftyr)的表达变化。结果表明,锦鲤出膜后呈淡黄色半透明,黑色素细胞在出膜8 d后开始出现。胱氨酸酶活性随锦鲤发育呈升高趋势,出膜7 d后显著升高(P<0.05);7日龄仔鱼前,红黑组与红白组间无显著差异(P>0.05);出膜7 d后红黑组比同时期红白组显著升高(P<0.05)。酪氨酸酶在锦鲤发育过程中也呈升高趋势,但略有起伏,眼色素积累期及出膜23 d后酪氨酸酶活性均比相邻各期高(P<0.05);组间比较发现发育各期红黑组均比红白组高(P<0.05)。表明酪氨酸酶、胱氨酸酶活性变化与锦鲤色素细胞发育存在密切关联。agoutimc1rmitftyr 4个基因均在原肠期与神经胚期时表达最高(P<0.01),随后均呈下降趋势,表明这4个基因可能在胚胎发育早期的体色形成过程中发挥着重要作用。
  • 图 1  锦鲤早期发育体色变化

    Figure 1.  Change of body color at early developmental stage of koi carp

    图 2  红黑组与红白组发育过程中胱氨酸酶活性的变化

    Figure 2.  Change of cystinase activity during embryonic development of Kohaku group and Hi-Utsuri group

    图 3  红黑组与红白组发育过程中酪氨酸酶活性的变化

    Figure 3.  Chang of tyrosinase activity during embryonic development of Kohaku group and Hi-Utsuri group

    图 4  agouti基因在锦鲤不同发育时期表达量

    Figure 4.  agouti gene expression at different developmental stage

    图 5  mc1r基因在锦鲤不同发育时期表达量

    Figure 5.  mc1r gene expression at different developmental stage

    图 6  mitf基因在锦鲤不同发育时期表达量

    Figure 6.  mitf gene expression at different developmental stage

    图 7  tyr基因在锦鲤不同发育时期表达量

    Figure 7.  tyr gene expression at different developmental stage

    表 1  实时荧光定量PCR引物

    Table 1.  Primer sequences used in real-time quantitative RT-PCR

    引物名称
    primer
    核苷酸序列 (5'−3')
    sequence
    tyr FCACGGTCTCCGATCTTCCC
    tyr RCATCACGCCAGTCCCAGTA
    mitf FACAACTCCTGCCCGTCTAAC
    mitf RCCGTTGTTGAGGTCCAGAGT
    agouti FAACTGCGTGCCGCTCTTGA
    agouti RTAAACAAGCCTTTGGGATCGGG
    mc1r FAGGAATCTCCACTCGCCAA
    mc1r RGCCCGTGCTCCGTCAATAA
    β-actin FAGTCAGCAGAGTTGGGTGCT
    β-actin RCACGGCATCATTACCAACTG
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    表 2  红白组子一代体色性状分离

    Table 2.  Segregation of body color characteristics of F1 generation in Kohaku group

    组别 group全红 red全白 white红白 Kohaku
    红白A Kohaku A个体数463200441
    百分比/%41.9418.139.95
    红白B Kohaku B个体数377180652
    百分比/%31.1814.8953.93
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    表 3  红黑组子一代体色性状分离

    Table 3.  Segregation of body color characteristics of F1 generation in Hi-Utsuri group

    组别 group全红 red红黑 Hi-Utsuri全白 white红白 Kohaku三色 Showa黑白 Shiro-Utsuri
    红黑A Hi-Utsuri A个体数31249829723313
    百分比/%27.0143.120.178.4020.171.13
    红黑B Hi-Utsuri B个体数9613466218403216
    百分比/%8.4711.835.8319.2435.5719.06
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    表 4  红黑组子一代黑色斑纹分离

    Table 4.  Segregation of black pattern characteristics of F1 generation in Hi-Utsuri group

     组别
    group
    有黑斑 pigmented无黑斑 unpigmented
    红黑A Hi-Utsuri A个体数744411
    比例1.81∶1
    红黑B Hi-Utsuri B个体数753380
    比例1.98∶1
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出版历程
  • 收稿日期:  2019-01-28
  • 录用日期:  2019-05-16
  • 网络出版日期:  2019-07-05

锦鲤早期发育过程中色素代谢相关酶的活性和基因表达变化

    作者简介:殷浩然(1995— ),男,硕士研究生,从事水产动物遗传育种研究。E-mail: 1334733261@qq.com
    通讯作者: 董在杰, dongzj@ffrc.cn
  • 1. 南京农业大学无锡渔业学院,江苏 无锡 214081
  • 2. 中国水产科学研究院淡水渔业研究中心,农业农村部淡水渔业与种质资源利用重点实验室,江苏 无锡 214081

摘要: 通过显微观察、酶联免疫吸附及荧光定量PCR等方法,探究了红白、红黑锦鲤(Cyprinus carpio var. Koi) 子一代 (F1)早期体色发育过程及不同发育时期色素代谢相关酶(酪氨酸酶、胱氨酸酶)的活性和基因(agoutimc1rmitftyr)的表达变化。结果表明,锦鲤出膜后呈淡黄色半透明,黑色素细胞在出膜8 d后开始出现。胱氨酸酶活性随锦鲤发育呈升高趋势,出膜7 d后显著升高(P<0.05);7日龄仔鱼前,红黑组与红白组间无显著差异(P>0.05);出膜7 d后红黑组比同时期红白组显著升高(P<0.05)。酪氨酸酶在锦鲤发育过程中也呈升高趋势,但略有起伏,眼色素积累期及出膜23 d后酪氨酸酶活性均比相邻各期高(P<0.05);组间比较发现发育各期红黑组均比红白组高(P<0.05)。表明酪氨酸酶、胱氨酸酶活性变化与锦鲤色素细胞发育存在密切关联。agoutimc1rmitftyr 4个基因均在原肠期与神经胚期时表达最高(P<0.01),随后均呈下降趋势,表明这4个基因可能在胚胎发育早期的体色形成过程中发挥着重要作用。

English Abstract

  • 鱼类体色是一类重要的表型性状,与其生存繁殖息息相关,参与拟态、求偶、伪装、环境适应等多种生物学过程,而观赏鱼类斑纹和体色的优劣直接决定了其市场价值[1-2]。鱼类具有多种色素细胞,如红色素细胞、黄色素细胞、虹彩细胞及黑色素细胞等[3],其丰富多彩的体色是各种色素细胞共同作用的结果[4]。鱼类色素细胞由神经嵴细胞分化形成,研究表明大量基因参与到神经嵴细胞向色素细胞迁移和分化的过程[5]。其中黑素皮质素1受体(mc1r)基因是黑色素合成的关键基因,mc1r基因产物与α-促黑色素细胞激素(α-MSH)结合,启动腺苷酸循环(cAMP),促进酪氨酸酶(tyr)基因表达,使酪氨酸(Tyr)在酪氨酸酶的催化下形成多巴醌(dopaquinone)。当细胞中的Tyr含量较高时,多巴醌在酪氨酸酶相关蛋白1基因(tyrp1)和相关蛋白2基因(tyrp2,或称多巴素异构酶基因,dct)产物的作用下,合成真黑色素;当细胞中的Tyr含量较低时,多巴醌将与半胱氨酸作用,合成褐黑色素[6]。刺豚鼠信号蛋白(agouti)基因编码的Asip蛋白会与α-MSH竞争性地与mc1r基因产物结合,抑制腺苷酸循环,减少Tyr的生成[6],此外Asip蛋白抑制黑色素细胞分化,降低小眼畸形相关转录因子(mitf)基因在黑色素细胞中的表达,同时降低Mitf与酪氨酸酶的结合,而mitf基因可调控酪氨酸基因家族的表达,对黑色素细胞的发育、分化具有调控作用[7],通过这2条途径,当agouti基因表达量较高时,则生物体更多的是合成褐色素细胞[8-9]

    锦鲤(Cyprinus carpio var. Koi),隶属鲤形目、鲤科、鲤属,素有“水中活宝石”之称,因其体色艳丽似锦,斑纹多样,食性杂且易饲养等特征,而倍受人们喜爱。作为一种高档观赏鱼类,锦鲤在其体色鉴赏上已形成一定系统,常见种类包括红白(Kohaku)、大正三色(Tajsho-sanke)、昭和三色(Showa-sanshoku)、写鲤(Utsuri)等,在国内外观赏鱼市场上占有相当重要的份额[10]。近年来,国内外学者就锦鲤体色调控相关的影响因素做了大量探究。如调控锦鲤的生长环境(pH、亚硝酸盐、光照)[11],饲料中添加着色剂[12-13],杂交后代体色遗传分离标记筛选[14-15],色素细胞合成分子机制探究[16-19]等。然而,笔者发现在实际生产中仍采用传统的大批量繁育挑选,并配合着色饲料饲喂等方法,进而改善锦鲤的色泽,基础工作仍相较冗杂。

    因此,本研究深入观察了不同体色锦鲤发育早期体色变化的规律;进一步分析了其对应各时期色素代谢相关酶的活性(酪氨酸酶、胱氨酸酶)及基因(agoutimc1rmitftyr)的表达变化。研究结果为进一步了解并预测锦鲤体色发生过程、体色变异的分子遗传基础,以及进一步培育出遗传性状稳定的锦鲤提供一定的技术和理论依据。

    • 实验用锦鲤取自中国水产科学研究院淡水渔业研究中心宜兴屺亭基地,分别挑选性成熟、无外伤、活力强的红白锦鲤(Kohaku)与红黑锦鲤(Hi-Utsuri) (∶♀=1∶1)。将1尾红白雌鱼与1尾红白雄鱼注射催产剂后置于水泥池中,记为红白组;红黑锦鲤通过同样操作记为红黑组。每组2个重复。受精后亲鱼捞出,受精卵置于孵化池中流水孵化,养殖过程水温保持在20~23 ℃,pH 6.8~7.5。

    • 定期从每组网片上取40~50粒受精卵,通过OLYMPUS CX31光学显微镜观察并拍照,发育时期划分以所观察胚胎数50%显示的发育特征为准。同时在对应各采样时间点,随机取90~100粒卵(在出膜后的各采样时期称取仔鱼个体150~200 g),用滤纸吸干水,置于RNA Store保存液中备用。

    • 分别称取不同时期各组锦鲤胚胎、幼鱼或皮肤组织(60 mg),加1 mL PBS溶液,匀浆后将匀浆液置于4 ℃、10 000 r·min−1离心10 min,取上清液于离心管,置于4 ℃冰箱中待测。酪氨酸酶、胱氨酸酶活性采用双抗体一步夹心法酶联免疫吸附进行测定(Zhen Ke,中国),具体操作按试剂盒说明进行。

    • 样品总RNA按照TRIzol法进行提取,使用核酸蛋白检测仪(OD260∶OD280) (Eppendorf,德国) 测定RNA浓度,并用1%琼脂糖检测RNA质量。荧光定量步骤按照PrimeScriptTM Real-time PCR试剂盒(TaKaRa,日本)说明进行,于CFX96TM Real-time System (Bio-Rad,美国)仪器上操作。根据GenBank中tyrmitfagoutimc1rβ-actin相关序列设计定量引物(表1)。

      引物名称
      primer
      核苷酸序列 (5'−3')
      sequence
      tyr FCACGGTCTCCGATCTTCCC
      tyr RCATCACGCCAGTCCCAGTA
      mitf FACAACTCCTGCCCGTCTAAC
      mitf RCCGTTGTTGAGGTCCAGAGT
      agouti FAACTGCGTGCCGCTCTTGA
      agouti RTAAACAAGCCTTTGGGATCGGG
      mc1r FAGGAATCTCCACTCGCCAA
      mc1r RGCCCGTGCTCCGTCAATAA
      β-actin FAGTCAGCAGAGTTGGGTGCT
      β-actin RCACGGCATCATTACCAACTG

      表 1  实时荧光定量PCR引物

      Table 1.  Primer sequences used in real-time quantitative RT-PCR

    • 实验结果以“平均值±标准差($\overline X \pm {\rm{SD}} $)”表示。采用SPSS 22.0软件对数据进行单因素方差分析(One-Way ANOVA),并进行LSD和Duncan's比较,显著水平设为0.05。

    • 受精卵至8日龄仔鱼间各时期,红白组锦鲤与红黑组锦鲤之间未发现明显差异。锦鲤胚胎发育共经历了受精、卵裂、囊胚、原肠胚、神经胚、器官形成及孵化出膜7个阶段,整个发育过程约71.5 h。

      通过显微观察,受精后46.5 h,锦鲤胚胎眼色素开始积累,视泡颜色逐渐加深成黑色(图1-a)。受精后约71.5 h,仔鱼开始陆续破膜,刚出膜仔鱼鱼体呈淡黄色、半透明,显微镜下明显观察到鱼体背部的黄色素细胞(图1-b)。

      图  1  锦鲤早期发育体色变化

      Figure 1.  Change of body color at early developmental stage of koi carp

      出膜后红白组与红黑组仔鱼间未发现明显差别,鱼体背部的黄色素随时间推移进一步增多,并向尾部扩散。直到出膜后第8天,红黑组仔鱼背部开始出现零星的树枝状黑色素细胞,之后开始逐渐增多;而红白组锦鲤并未观察到黑色素细胞(图1-c1-d)。

      出膜后2个月,锦鲤仔鱼的形态与成鱼相似,体色与斑纹分化明显。统计发现,红白组子一代 (F1)性状有3种:全红、全白与红白;红黑组F1代体色分化较为复杂,包括全红、全白、红白、红黑、黑白及三色。取样分析结果显示实验组后代及组间体色分离比例差异较大,未发现明显的传统分离规律(表2表3)。而将锦鲤黑色斑纹视为一个性状进行统计发现,F1子代中体表具有黑色斑纹个体数与体表无黑色斑纹个体数的比值大致为2∶1 (表4)。

      组别 group全红 red全白 white红白 Kohaku
      红白A Kohaku A个体数463200441
      百分比/%41.9418.139.95
      红白B Kohaku B个体数377180652
      百分比/%31.1814.8953.93

      表 2  红白组子一代体色性状分离

      Table 2.  Segregation of body color characteristics of F1 generation in Kohaku group

      组别 group全红 red红黑 Hi-Utsuri全白 white红白 Kohaku三色 Showa黑白 Shiro-Utsuri
      红黑A Hi-Utsuri A个体数31249829723313
      百分比/%27.0143.120.178.4020.171.13
      红黑B Hi-Utsuri B个体数9613466218403216
      百分比/%8.4711.835.8319.2435.5719.06

      表 3  红黑组子一代体色性状分离

      Table 3.  Segregation of body color characteristics of F1 generation in Hi-Utsuri group

       组别
      group
      有黑斑 pigmented无黑斑 unpigmented
      红黑A Hi-Utsuri A个体数744411
      比例1.81∶1
      红黑B Hi-Utsuri B个体数753380
      比例1.98∶1

      表 4  红黑组子一代黑色斑纹分离

      Table 4.  Segregation of black pattern characteristics of F1 generation in Hi-Utsuri group

    • 通过对锦鲤子代体色发育的显微观察,选取了9个关键时期:囊胚期、眼色素积累期、出膜期、1日龄、3日龄、7日龄、13日龄、23日龄及43日龄,测量对应时间点酶活性的变化。结果表明,红白组锦鲤自囊胚期至3日龄的发育过程中,胱氨酸酶呈上升趋势,但差异不显著(P>0.05);发育至7日龄时,活性开始逐步升高,第43天达到峰值(P<0.05)。红黑组锦鲤,囊胚期至3日龄仔鱼阶段,胱氨酸酶活性差异也不显著(P>0.05);发育至7日龄时,显著高于之前各阶段(P<0.01),13日龄时略有降低(P<0.05),之后又升高;发育至43日龄时达到峰值(P<0.05)。组间比较发现,从囊胚期到3日龄仔鱼各期胱氨酸酶活性差异不显著(P>0.05),至7日龄时,红黑组相较同期红白组显著升高(P<0.05,图2)。

      图  2  红黑组与红白组发育过程中胱氨酸酶活性的变化

      Figure 2.  Change of cystinase activity during embryonic development of Kohaku group and Hi-Utsuri group

      酪氨酸酶结果表明,红白组内,囊胚期至1日龄仔鱼阶段,除眼色素积累期时活性显著偏高(P<0.05),其他各期均较低,且差异不显著(P>0.05);出膜3 d后,酪氨酸酶活性逐渐升高,并在第23天达峰值(P<0.05)。红黑组内,囊胚期至3日龄仔鱼阶段,同样观察到眼色素积累期时活性最高(P<0.05),其他各期差异不显著(P>0.05);出膜后7 d,酪氨酸酶活性持续升高,第23天达到峰值(P<0.05)。组间比较发现,红黑组子代早期各发育阶段酪氨酸酶活性均比同时期红白组高(P<0.05,图3)。

      图  3  红黑组与红白组发育过程中酪氨酸酶活性的变化

      Figure 3.  Chang of tyrosinase activity during embryonic development of Kohaku group and Hi-Utsuri group

    • 本研究选取了10个关键时期:囊胚期、原肠期、神经胚期、眼基形成期、眼色素积累期、出膜期、1日龄、7日龄、23日龄、43日龄,测量对应时间点agoutimc1rtyrmitf 4个基因的表达量变化。agouti基因在两组锦鲤发育不同阶段均有表达,红白组与红黑组子代锦鲤在早期发育的不同阶段差异均不显著(P>0.05);而两组在原肠期与神经胚期的表达量显著高于其他时期(P<0.01),之后降低,出膜23 d与43 d后表达量降至极低且显著低于眼基形成期(P<0.05,图4)。

      图  4  agouti基因在锦鲤不同发育时期表达量

      Figure 4.  agouti gene expression at different developmental stage

      mc1r基因在锦鲤不同时期均有表达,两组子代锦鲤在早期发育的不同阶段差异性均不显著(P>0.05)。原肠期表达量极显著高于其他时期(P<0.01),神经胚期显著高于另外8个时期(P<0.05),囊胚期、眼基形成期、眼色素积累期、出膜期、1日龄、7日龄、23日龄与43日龄8个时期表达水平较低,且不存在显著性差异(P>0.05,图5)。

      图  5  mc1r基因在锦鲤不同发育时期表达量

      Figure 5.  mc1r gene expression at different developmental stage

      mitf基因在每组锦鲤各期亦均有表达,红白组与红黑组子代锦鲤在早期发育的不同阶段差异性均不显著(P>0.05)。两组子代锦鲤在原肠期表达量显著高于其他时期(P<0.01),神经胚期次之(P<0.05),之后逐渐降低,并在7日龄、23日龄与43日龄降至极低(P<0.05,图6)。

      图  6  mitf基因在锦鲤不同发育时期表达量

      Figure 6.  mitf gene expression at different developmental stage

      tyr基因在红白与红黑组早期发育不同阶段无显著性差异(P>0.05)。原肠期时表达水平极显著高于其他各期(P<0.01),神经胚期次之(P<0.01),囊胚期与眼色素积累期显著高于眼基形成期、出膜期、1日龄、7日龄、23日龄及43日龄6个时期(P<0.05);7日龄、23日龄与43日龄间无显著差异(P>0.05),且显著低于其他各期(P<0.05,图7)。

      图  7  tyr基因在锦鲤不同发育时期表达量

      Figure 7.  tyr gene expression at different developmental stage

    • 红白与红黑组锦鲤,在胚胎发育过程中,其胚胎形态和特征未发现明显差异。受精卵均为沉水粘性卵,胚胎因受卵黄囊影响而呈淡黄色,这与鲤鱼及其他品系锦鲤中描述的结果基本一致[19-22]。田雪等[23]发现,红色锦鲤出膜后,1日龄仔鱼除眼部呈黑色外,身体呈透明,未观察到其他色素细胞形成,而本研究发现红白、红黑组仔鱼出膜后,身体呈淡黄色,显微镜下能观察到仔鱼背部有成片的黄色素细胞,这与张哲等[22]在红白锦鲤出膜仔鱼中所观察的结果一致。8日龄的仔鱼,其背部发现呈树枝状的黑色素细胞,随着时间的推移,黑色素细胞逐渐扩散至其他部位;文胜[24]也发现三色锦鲤出膜后9 d背部开始出现黑色素细胞,后扩散至尾部,这与本研究所观察到的结果基本一致。此外,本研究还发现无论是红色素细胞或黑色素细胞均首先出现在鱼体背部,随后逐渐扩散至鱼体两侧及腹部,证实了锦鲤的色素细胞可能同其他硬骨鱼类色素细胞发育规律相同,均是通过神经嵴细胞向背腹轴进行迁移[25]

      在对发育至二月龄的锦鲤体色统计中,红白组子代的体色有3种:全红、全白与红白;而红黑组子代包含全红、全白、红白、红黑、黑白、三色,子代锦鲤体色的分化比例较为复杂,并且无明显的遗传规律。Gomelsky等[26]做了大量锦鲤黑色斑纹的杂交实验,表明具有黑色斑纹的锦鲤父母之间的杂交导致3∶1的分离(着色∶未着色),而它们与红白锦鲤的杂交则导致1∶1的分离,从而认为锦鲤中黑斑的发育受一个显性基因(B1)的控制。而本研究发现,体表有黑色斑纹与无黑色斑纹的比例约为2∶1,这与David等[14]的部分研究结果相同,而David等认为控制黑色体色的可能不止有一个显性基因。由此可见锦鲤的体色遗传机制十分复杂,目前对于锦鲤多体色的遗传规律研究尚无定论,仍有待于后续进一步的研究。

    • 黑色素合成通路是目前国内外体色研究中,最为广泛而深入的通路之一。在鱼类的黑色素合成途径中,酪氨酸由酪氨酸酶经一系列氧化催化形成;当酪氨酸酶具有较高活性时,促使多巴醌形成真黑色素,从而使机体呈现黑色;当酪氨酸酶活性不足时,多巴醌会进一步与胱氨酸、谷胱甘肽等结合,并最终形成褐黑色素,进而使机体呈现黄色或红色[27-29]

      锦鲤早期发育过程中,在显微镜观察下8日龄仔鱼背部开始出现树枝状黑色素细胞,同时胱氨酸酶活性数据表明,红黑组与红白组锦鲤在发育至7日龄之前胱氨酸酶活性无明显差异(P>0.05);7日龄仔鱼,红黑组胱氨酸酶活性相比红白组显著升高(P<0.05),推测这是由于此时黑色素开始合成,而胱氨酸参与了褐黑色素合成,进而导致胱氨酸酶活性升高[27]

      锦鲤早期发育不同时期,红黑组酪氨酸酶活性均比红白组高,这可能与红黑组仔鱼需要产生更多的黑色素细胞来维持其黑色斑纹相关。此外,本研究发现,当胚胎发育至眼色素积累期时,红黑组与红白组中酪氨酸酶的活性均开始上升,结合显微镜下对该时期的观察,胚胎眼基颜色开始逐渐加深,推测可能是由于该阶段黑色素细胞开始在胚胎视网膜上积累所造成[30]

    • 本研究中,agoutimc1rtyrmitf 4种基因在红白实验组与红黑实验组早期发育过程中的表达量差异均不显著,推测可能是由于8日龄仔鱼之前,红白组与红黑组形态上并无明显差别,黑色素细胞尚未开始形成;而子代出膜8 d后,4种基因的表达量与出膜前相比均达到极低水平,所以难以观察到差异。

      无论是红白组还是红黑组,agoutimc1rtyrmitf 4种基因在原肠期与神经胚期的表达量均比其他时期要高,分析可能是由于神经嵴细胞在原肠胚时期开始形成,而鱼类的色素细胞起源于神经嵴细胞[5],此时色素细胞前体开始大量生成;另外可能与各基因不仅参与了色素细胞的形成与分化,还参与了早期发育过程中其他细胞形成的调控相关[31-34]。其中mitftyr基因表达量的趋势大致相同,推测可能是由于mitf基因对tyr基因具有调控作用[7]。出膜后mitftyr基因在1日龄阶段表达量较高,之后开始逐渐降低,这与田雪等[23]的研究结果相似,推测是由于色素前体细胞向色素细胞分化所致[32]。同时本研究发现,在红白组与红黑组子代发育至眼色素积累期时,tyr基因的表达量均明显升高;而此时的酪氨酸酶活性也开始升高,推测主要是由于鱼类视网膜色素上皮细胞中含大量的黑色素细胞造成的[30]

    • 鱼类体色调控机制十分复杂,目前针对鱼类体色调控机制已经开展了大量研究[16-18,35-36],而对于锦鲤早期发育过程中体色发生机制的研究却鲜有报道[23-24]。本研究揭示了锦鲤早期发育过程中酪氨酸酶、胱氨酸酶的活性变化及agouti、mc1rmitftyr基因的表达规律与体色形成的相关性,而锦鲤的色素细胞合成涉及到其他相关理化因子,因此针对于锦鲤体色早期的发生机制,还有待进一步研究。

参考文献 (36)

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